Annexe T : Dépistage d'Escherichia coli (E. coli) dans les abattoirs
(réf. 9 CFR, parties 310.25 et 381, K)

T.1 Introduction

Le Règlement final sur la réduction du nombre de pathogènes et les systèmes HACCP (Pathogen Reduction and HACCP Systems Final Rule) exige que tous les abattoirs effectuent des prélèvements et des tests de dépistage pour E. coli, biotype I (type générique). L'établissement doit échantillonner parmi l'espèce de bétail ou de volaille qu'il abat en plus grande quantité. L'objectif visé est de faire en sorte que tous les abattoirs se servent de tests microbiologiques pour évaluer l'efficacité de leurs procédés d'habillage.

Afin de préserver l'accès aux marchés américains, ces exigences doivent être mises en application d'une manière équivalente dans tous les établissements canadiens. Le dépistage d'E. coli doit être fait d'une façon conforme aux exigences décrites dans la présente Annexe.

T.1.1 Types de produits visés

Les carcasses appartenant à l'une des espèces suivantes doivent faire l'objet d'un dépistage d'E. coli.

  • Bœuf [tous les types : bouvillon, génisse, vache, taureau, veau (avec/sans peau)]
  • Porc
  • Mouton
  • Chèvre
  • Cheval, mule et autres équidés
  • Poulet (tous les types : poulet à griller, poulet à rôtir, poulet lourd, poule, poulet des Cornouailles, etc.)
  • Dindon (tous les types)
  • Canard
  • Oie
  • Pintade

Les établissements qui abattent l'une ou l'autre des espèces énumérées ci-devant doivent prélever des échantillons sur l'espèce qu'ils abattent en plus grande quantité. Lorsqu'un établissement n'abat que des espèces qui ne sont pas énumérées ci-devant (p. ex., caille, bison, lapin), aucun prélèvement n'est requis.

T.2 Exigences techniques

T.2.1 Protocole d'échantillonnage écrit, procédures d'échantillonnage écrites et dossiers

L'exploitant doit disposer d'un protocole écrit sur les activités d'échantillonnage relatif à E. coli mises en œuvre à l'établissement et le remettre sur demande au vétérinaire en chef. Le protocole écrit doit contenir des procédures portant sur tous les secteurs de responsabilité de l'établissement. Les procédures doivent être suffisamment détaillées pour permettre une vérification sur place des activités d'échantillonnage. Voici ce que doit contenir le protocole écrit.

  • Sélection des échantillons – qui effectue l'échantillonnage, quand et comment l'échantillonnage est effectué, comment assure-t-on l'échantillonnage aléatoire des carcasses.
  • Vérification du matériel d'échantillonnage – aide-mémoire des tâches à exécuter avant le prélèvement des échantillons, matériel requis pour l'échantillonnage, vérification de la convenance du matériel pour l'échantillonnage (p. ex., s'assurer que les éponges n'ont pas de propriétés bactéricides).
  • Procédure d'échantillonnage à utiliser.
  • Procédure d'expédition (le cas échéant) – qui est responsable de l'emballage; où s'effectue l'emballage; où garde-t-on les échantillons en attendant leur transport; qui expédie les échantillons; où les échantillons sont-ils expédiés (laboratoire); comment sont-ils expédiés (transporteur).
  • Mesures de protection des échantillons et de prévention de leur falsification – comment les échantillons sont-ils manipulés/emballés et expédiés de manière à assurer le maintien de leur température et à protéger leur intégrité.
  • Méthode d'analyse employée – sensibilité minimale indiquée; s'agit-il d'une méthode acceptée par l'Association of Official Analytical Chemists (AOAC) ou d'une autre organisation scientifique reconnue.
  • Compilation et analyse des résultats/activités de tenue des dossiers – qui est chargé de recevoir les résultats des tests de dépistage, de les examiner et de compiler les données; où garde-t-on les rapports de laboratoire/feuilles de travail; combien de temps conserve-t-on les dossiers; comment l'inspecteur de l'ACIA peut-il avoir accès aux résultats fournis.
  • Critères de vérification du processus (CVP) – valeurs « m » et « M », méthode employée pour établir les CVP lorsque la méthode d'échantillonnage ne comporte pas de valeurs « m » et « M » pré-établies.
  • Actions correctives à exécuter dans les cas suivants : les résultats ne sont pas concluants; l'exploitant constate durant ses activités de vérification interne que les procédures n'ont pas été respectées; les résultats pour E. coli dépassent les seuils d'action; les résultats pour E. coli indiquent que le processus pourrait ne plus être « sous contrôle ».

Le vétérinaire en chef doit examiner le programme écrit pour vérifier si toutes les exigences énoncées dans la présente Annexe sont respectées. L'exploitant peut se référer aux procédures générales d'échantillonnage de l'établissement, à la condition que celles-ci contiennent les exigences techniques particulières et les détails nécessaires sur les procédures d'échantillonnage relatives à E. coli Ces procédures peuvent également être décrites dans les plans HACCP de l'établissement.

T.2.2 Fréquence d'échantillonnage

La fréquence d'échantillonnage pour E. coli varie en fonction du volume de production. Les établissements, à l'exception de ceux affichant un très faible volume de production, doivent prélever des échantillons à la fréquence indiquée au tableau ci-après ou au moins une fois par semaine.

Tableau T.2.2

Fréquence des tests de dépistage d'E. coli
EspècesFréquence des tests de dépistage
Bœuf, mouton, chèvre, cheval, mule et autres équidés 1 test par 300 carcasses
Porc 1 test par 1 000 carcasses
Poulet 1 test par 22 000 carcasses
Dindon, canard, oie, pintade 1 test par 3 000 carcasses

Remarques :

  1. Ces fréquences de dépistage ne s'appliquent pas aux établissements affichant un très faible volume de production. Voir la section T.2.2.1.
  2. Un abattoir ayant mis en place un système HACCP reconnu en vertu du PASA peut prévoir une autre fréquence d'échantillonnage pour E. coli dans son plan HACCP se rapportant à une espèce donnée, pourvu qu'il possède des données attestant de la convenance de cette fréquence pour évaluer l'efficacité du plan HACCP (CCP et mesures de contrôle). On doit évaluer cette autre fréquence ainsi que la justification/validation scientifique à l'appui de celle-ci pendant le processus de reconnaissance.

T.2.2.1 Fréquence d'échantillonnage pour les établissements affichant un très faible volume de production

Certains abattoirs entrent dans la catégorie des établissements à très faible volume de production. Les volumes d'abattage annuels maximaux pour ces établissements sont indiqués au tableau ci-après.

Tableau T.2.2.1
Volumes d'abattage annuels maximaux pour les établissements à très faible volume de production
Espèces abattues Critères (volume d'abattage annuel)
Bœuf, mouton, chèvre, cheval, mule ou autres équidés Pas plus de 6 000 têtes
Porc Pas plus de 20 000 têtes
Bœuf, porc, mouton, chèvre, cheval, mule ou autres équidés Pas plus de 20 000 têtes au total, dont au plus 6 000 bœufs
Poulet Pas plus de 440 000 volailles
Dindon, canard, oie, pintade Pas plus de 60 000 volailles
Poulet, dindon, canard, oie, pintade Pas plus de 440 000 au total, dont au plus 60 000 dindons

Les établissements affichant un très faible volume de production doivent mener une série de tests annuels au cours de la première semaine de travail complète travaillée à cet établissement après le 1er juinNote de bas de page 1. L'échantillonnage doit se poursuivre à raison d'une fois par semaine, et ce :

  • si l'établissement utilise une procédure d'échantillonnage pour laquelle on a publié des critères de vérification du processus (voir la section T.2.8.) :
    • jusqu'à ce que l'établissement ait effectué une série de 13 tests attestant que le processus est « sous contrôle » (valeurs « m » et « M » non dépassées, comme il est indiqué à la section T.2.8);
  • si l'établissement utilise une procédure d'échantillonnage pour laquelle on n'a pas publié de critères de vérification du processus :
    • jusqu'au 1er juin de l'année prochaine ou jusqu'à ce que l'établissement ait prélevé 13 échantillons (selon la circonstance qui se produira la première) attestant que le processus est « sous contrôle » (voir la section T.2.8).

Il n'est pas nécessaire de prélever d'échantillons supplémentaires pendant l'année dans les établissements à très faible volume de production, sauf si :

  • des modifications sont apportées aux installations, à l'équipement, au personnel ou aux procédures;
  • l'établissement ou l'ACIA détermine que ces modifications pourraient avoir une incidence sur la convenance des mesures de contrôle prises par l'exploitant.

Le vétérinaire en chef doit évaluer tout changement effectué afin de déterminer s'il est nécessaire d'effectuer des prélèvements supplémentaires. On doit conserver une preuve de cette évaluation dans les dossiers portant sur la tâche d'inspection relative à E. coli. Si l'on détermine que le changement peut nécessiter d'autres prélèvements, le vétérinaire en chef communique avec le vétérinaire spécialiste aux opérations – Exportation des Viandes ou son substitut, pour en discuter avec lui. Le cas échéant, l'établissement doit être informé avisé par écrit que des échantillons supplémentaires sont requis.

T.2.3 Vérification du matériel d'échantillonnage

Le prélèvement des échantillons doit être effectué par la personne désignée dans le protocole écrit de l'établissement relatif à l'échantillonnage microbiologique. Avant de commencer l'échantillonnage, il faut réunir les fournitures d'échantillonnage nécessaires, telles que les gants stériles, les solutions stériles, le savon à main, les solutions désinfectantes, etc., ainsi que le matériel nécessaire à l'échantillonnage de différents types de carcasse (éponges à spécimens en sacs, gabarits pour l'échantillonnage des carcasses de bœuf ou de porc, p. ex.).

Lorsqu'on emploie des éponges, une vérification des éponges quant à leur convenance doit avoir été faite. Les éponges ne doivent pas avoir de propriétés antimicrobiennes susceptibles de réduire les dénombrements bactériens. Chaque nouveau lot doit être certifié par le fournisseur (p. ex., lettre de garantie) ou doit faire l'objet d'une vérification maison.

De telles vérifications consistent d'ordinaire à immerger une éponge pendant un nombre d'heures dans une solution de transport ensemencée (p. ex., diluant au phosphate de Butterfield) afin de simuler les conditions d'expédition. La solution qui contient un nombre connu de bactéries est ensuite mise en culture afin de vérifier si le nombre de bactéries a diminué de façon importante. Si c'est le cas, cela signifie que l'éponge contient des substances bactéricides.

Pour l'échantillonnage des carcasses de bœuf, de porc et d'équidé, un gabarit est nécessaire pour délimiter la région à échantillonner. Le gabarit peut être fait de métal ou de papier d'aluminium, de papier brun, de plastique souple, etc. Certains gabarits jetables sont stérilisés et préemballés individuellement. Pour fabriquer un gabarit réutilisable pour l'échantillonnage des carcasses de bœuf et de porc, découper un carré de 10 cm x 10 cm dans une feuille plus grande que la région à échantillonner. (Voir la figure 1.) Pour l'échantillonnage par épongeage des dindons, des ratites, des moutons et des chèvres, le gabarit doit mesurer 5 cm x 10 cm.

Si un gabarit réutilisable est employé, il est nécessaire de le stériliser avec une solution désinfectante approuvée [une solution d'hypochlorite (eau de javel) ou de l'alcool, p. ex.] pour au moins 2 à 3  minutes. Cependant, le gabarit doit être entièrement sec avant d'être appliqué sur la carcasse. Les gabarits de papier d'aluminium ou de papier ne peuvent être utilisés qu'une seule fois; il faut donc les jeter après usage. Le papier d'aluminium utilisé pour la fabrication de gabarits doit être entreposé de manière à prévenir toute contamination. Étant donné que la région délimitée par le gabarit est échantillonnée, il faut prendre soin de ne pas toucher cette région avec autre chose que l'éponge à spécimens. L'utilisation de matériel sale ou contaminé peut mener à des résultats erronés. Si un autoclave est disponible, les gabarits de papier ou de papier d'aluminium peuvent être enroulés dans du papier autoclavable et stérilisés.

Les solutions d'échantillonnage stériles (diluant au phosphate de Butterfield – DPB) peuvent être entreposées à la température ambiante. Toutefois, au moins une journée avant le prélèvement des échantillons, il faut vérifier si les solutions sont limpides. Ne pas utiliser de solutions brouillées, troubles ou renfermant des particules. Placer au réfrigérateur le nombre de contenants de solution d'échantillonnage (DBP) requis pour la prochaine journée d'échantillonnage. S'assurer que les contenants d'expédition, les blocs réfrigérants et les documents d'expédition sont préparés de la façon exigée.

On peut remplacer le diluant au phosphate de Butterfield (DPB) par de l'eau peptonnée tamponnée (EPT) stérile. Il faut savoir cependant que les dénombrements peuvent être légèrement plus élevés lorsqu'on utilise de l'EPT (augmentation de ¼ log). S'il existe des critères de vérification du processus déjà publiés pour la méthode d'échantillonnage, l'on doit toutefois conserver les mêmes valeurs de limite marginale (« m ») et inacceptable (« M »).

T.2.4 Sélection aléatoire des échantillons

Les échantillons doivent être prélevés à la fréquence requise (voir la section T.2.2, « Fréquences d'échantillonnage »). Par exemple :

  • pour le bœuf (un test requis par 300 têtes) – un établissement qui abat 150 têtes à l'heure doit prélever un échantillon aléatoire toutes les 2 heures de production;
  • pour le dindon (un test requis par 3000 carcasses) – un établissement qui abat 1000 dindons à l'heure doit prélever un échantillon aléatoire toutes les 3 heures de production.

Les demi-carcasses de bœuf et les carcasses de porc, de mouton, de chèvre et d'équidé doivent être sélectionnées à l'intérieur des chambres froides 12 heures ou plus après l'abattageNote de bas de page 2. Les carcasses de volaille doivent être sélectionnées aléatoirement après le refroidissementNote de bas de page 3.

Les procédures écrites de l'exploitant doivent clairement expliquer comment le personnel de l'établissement procède à la sélection aléatoire des échantillons. Chaque carcasse (pour le bœuf, chaque demi-carcasse, p. ex., le côté en amont et le côté en aval) doit avoir une chance égale d'être sélectionnée parmi toutes les carcasses/demi-carcasses admissibles. S'il y a des chaînes multiples, choisir de façon aléatoire la chaîne sur laquelle on doit prélever les échantillons pour une période d'échantillonnage donnée. Répéter le processus pour la période d'échantillonnage suivante. Chaque chaîne doit avoir une chance égale d'être choisie à chaque période d'échantillonnage.

Le recours à des tables de nombres aléatoires ou à des systèmes semblables (ordinateur, calculatrice, pige de cartes, etc.) est obligatoire. Pour s'assurer que toutes les carcasses ont une chance égale d'être choisies, il faut :

  1. que le moment d'échantillonnage soit déterminé au hasard (on peut également choisir au hasard un numéro séquentiel de carcasse)Note de bas de page 2 :
  2. que le site d'échantillonnage soit déterminé au hasard (s'il y a plusieurs sites possibles). Par exemple :
    • Dans le cas de carcasses de bœuf, de porc, de mouton, de chèvre ou d'équidé à sélectionner à l'intérieur des chambres froides (12 heures ou plus après l'abattage) ou, encore, sur des chaînes de transfert, sur des chaînes de classement ou sur toute autre chaîne : il faut choisir au hasard la chambre froide et le site à l'intérieur de la chambre froide où une carcasse doit être échantillonnée pour la période d'échantillonnage (p. ex., une journée de production); il faut aussi choisir au hasard la demi-carcasse ou le côté de carcasse à échantillonner.
    • Dans le cas de carcasses de volaille à sélectionner après le refroidissement, à la fin de la chaîne d'égouttage ou au dernier point facilement accessible avant l'emballageNote de bas de page 3 : il faut choisir au hasard le refroidisseur/la chaîne d'égouttage/la chaîne d'emballage où un échantillon doit être sélectionné pour la période d'échantillonnage (p. ex., une journée de production).
  3. que la procédure ci-après soit suivie lorsque l'on doit sélectionner une demi-carcasse ou une carcasse à un moment et/ou à un site d'échantillonnage déterminé au hasard (on pourra ainsi éliminer tout biais possible et assurer une sélection aléatoire.

    Après avoir identifié la demi-carcasse ou la carcasse sélectionnée au hasard à partir du point pré-déterminé, compter à rebours cinq (5) demi-carcasses/carcasses et sélectionner la demi-carcasse/carcasse qui suit pour l'échantillonnage. Chaque demi-carcasse/carcasse doit avoir une chance égale d'être sélectionnée. En comptant à rebours cinq demi-carcasses, on évite tout biais possible au moment de la sélection.

De plus, dans le cas des carcasses de volaille seulement étant donné que seules des carcasses entières (non parées) doivent être échantillonnées, si la cinquième carcasse n'est pas une carcasse entière (non parée), compter à rebours cinq carcasses de plus pour la sélection de l'échantillon. Répéter au besoin.

Si l'établissement fonctionne avec plusieurs quarts de travail, l'échantillon peut être prélevé durant n'importe quel quart, sous réserve que les exigences susmentionnées (moment, site et carcasse) soient respectées.

T.2.5 Techniques d'asepsie/échantillonnage aseptique

La présence d'organismes étrangers qui se trouvent dans l'environnement, sur les mains, les vêtements, les contenants d'échantillons, les instruments utilisés pour le prélèvement, etc. peut fausser les résultats. Il faut donc avoir des techniques de travail rigoureuses pour effectuer les prélèvements microbiologiques, et il est capital d'utiliser des techniques d'échantillonnage aseptiques ainsi que de l'équipement et des fournitures propres et assainis.

Il devrait y avoir un endroit prévu pour la préparation des fournitures et du matériel nécessaires à l'échantillonnage. Il serait utile d'avoir un chariot ou une table en acier inoxydable muni de roues pour procéder à l'échantillonnage. Un petit chariot ou un panier de manutention pourrait être déplacé jusqu'au site d'échantillonnage et utilisé pour transporter les fournitures, déposer les sacs d'échantillons lorsqu'on ajoute une solution stérile aux sacs d'échantillons, etc.

Le port de gants stériles est requis pour le prélèvement des échantillons. Les seuls articles qui peuvent entrer en contact avec la surface extérieure du gant sont l'échantillon qui est en train d'être prélevé et l'instrument utilisé pour le prélèvement (éponge). Il ne faut pas oublier que les surfaces extérieures du contenant d'échantillon ne sont pas stériles. Il ne faut pas toucher la surface intérieure des contenants d'échantillons stériles. Il ne faut toucher à rien d'autre. On peut utiliser la méthode suivante pour mettre les gants stériles lorsqu'on prélève des échantillons.

  1. Ouvrir l'emballage des gants stériles à partir du haut sans contaminer l'extérieur des gants, c'est-à-dire sans les toucher ou respirer sur ceux-ci.
  2. Retirer le premier gant de l'emballage en le prenant au niveau de l'ouverture du poignet, par l'intérieur). Éviter tout contact avec l'extérieur du gant. Introduire la main lavée et assainie dans le gant, en prenant soin de ne pas le perforer.
  3. Retirer l'autre gant en le prenant au niveau de la manchette, par l'extérieur. Éviter de contaminer l'extérieur du premier gant en tirant sur le second gants pour le mettre. Éviter tout contact des gants avec le visage, la peau, le linge et les autres surfaces contaminées.
  4. Si vous pensez que le gant aurait pu être contaminé, le jeter et recommencer à l'étape a) ci-dessus.

T.2.5.1 Préparatifs d'échantillonnage

Avant de commencer à prélever des échantillons, il importe de passer en revue les différentes étapes de l'échantillonnage, les méthodes de sélection aléatoire et toute autre information qui vous aidera dans le prélèvement d'échantillons.

La veille du prélèvement des échantillons, après vous être assuré que les solutions stériles ne sont pas troubles, placer le nombre de contenants de DBP dont vous aurez besoin le lendemain dans le réfrigérateur ou la chambre froide. Si les échantillons doivent être expédiés à un laboratoire de l'extérieur, il faut réfrigérer le contenant d'expédition et les blocs réfrigérants.

Le jour de l'échantillonnage, recueillir tous les sacs, les gants stériles, la solution d'assainissement, le savon à mains, les solutions stériles pour l'échantillonnage et le matériel indiqué dans la section (i) Matériel de la partie sur le prélèvement d'échantillons se rapportant au type de carcasses à échantillonner. Il faut s'assurer qu'on a à portée de la main toutes les fournitures nécessaires avant de commencer le prélèvement d'échantillons.

Il faut étiqueter les sacs d'échantillons avant de procéder à l'échantillonnage. Il importe d'utiliser à cette fin de l'encre permanente. Si l'on utilise des étiquettes en papier, il faut apposer celles-ci sur les sacs à la température ambiante, car elles ne colleront pas si elles sont appliquées dans la chambre froide.

Il faut enlever les vêtements extérieurs (blouses, gants, casque protecteur, etc.) portés ailleurs dans l'établissement avant d'entrer dans le lieu où l'on effectuera l'échantillonnage ou de se préparer à prélever les échantillons. Il faut remplacer les vêtements enlevés précédemment par des vêtements propres (p. ex., un sarrau) qui n'ont pas été exposés directement aux parties de l'abattoir qui se trouvent à l'extérieur de l'endroit où l'on effectue l'échantillonnage.

Il faut assainir les surfaces du lieu de travail où l'on effectue à l'échantillonnage en les essuyant avec une serviette en papier propre ou un chiffon jetable qui a été trempé dans une solution contenant 500 ppm (parties par million) d'eau de Javel (0,05 % d'hypochlorite de sodium) ou une autre solution d'assainissement approuvée qui fournit une concentration de chlore disponible équivalente. Il faut essuyer tout liquide qui se trouve sur les surfaces de l'aire de travail avant d'y déposer les fournitures utilisées pour l'échantillonnage et/ou les contenants de produits.

Avant de procéder à l'échantillonnage, il faut se laver et se brosser à fond les mains jusqu'au milieu de l'avant-bras avec un savon bactéricide. Si possible, celui-ci devrait contenir un agent désinfectant offrant l'équivalent de 50 ppm de chlore disponible. Pour s'essuyer les mains, il faut utiliser des serviettes en papier jetables.

T.2.5.2 Procédures d'échantillonnage détaillées

Les procédures d'échantillonnage de l'établissement doivent être décrites en détail par écrit. Elles sont tirées du Règlement final sur la réduction du nombre de pathogènes et les systèmes HACCP (Pathogen Reduction and HACCP Systems Final Rule). Les établissements qui procèdent au dépistage d'E. coli sur le bœuf ou le porc doivent utiliser la technique d'échantillonnage par excision ou la technique d'échantillonnage par épongeage décrite dans la présente section; ceux qui procèdent au dépistage d'E. coli sur le mouton, la chèvre ou les équidés doivent utiliser la technique d'échantillonnage par épongeage décrite dans la présente section; ceux qui procèdent au dépistage d'E. coli sur le poulet, le canard, ou la pintade doivent utiliser la technique d'échantillonnage par rinçage également décrite dans la présente section; ceux qui procèdent au dépistage d'E. coli sur le dindon ou l'oie peuvent utiliser soit la technique par rinçage soit la technique par épongeage.

D'autres méthodes d'échantillonnage (p. ex., une excision au lieu d'un épongeage) peuvent être utilisées, à la condition qu'elles aient été évaluées par l'ACIA et trouvées acceptables. Les établissements qui souhaitent utiliser d'autres méthodes d'échantillonnage doivent soumettre leur proposition au Centre opérationnel d'orientation et d'expertise – Importation et Exportation des Aliments, qui acheminera leur proposition à la Division de l'Importation et de l'Exportation des Aliments.

La méthode d'échantillonnage/de dépistage utilisée pour le dénombrement d'E. coli doit avoir une sensibilité minimale d'au moins 5 cfu/cm2.

Dans le cas des méthodes pour lesquelles le USDA a publié des critères de vérification du processus (voir la section T.2.8), l'établissement doit respecter la méthode et utiliser les critères de vérification du processus pré-établis. Dans les cas des méthodes pour lesquelles le USDA n'a pas publié de tels critères, l'établissement doit respecter la méthode et élaborer des critères de vérification du processus propres à l'établissement (voir la section T.2.8.2).

T.2.5.2.1 Méthodes de prélèvement d'échantillons – bœuf (y compris le veau), mouton, chèvre, cheval, mule et autres équidés
T.2.5.2.1.1 Méthode par épongeage

(i) Matériel

  1. Éponge à spécimens stérile dans un sac à languettes métalliques, ou l'équivalent.
  2. 25 ml de diluant au phosphate de Butterfield (DPB) stérile.
  3. Sac stérile de type auto-scellant (Ziplock) en plastique, sac pour Stomacher, ou l'équivalent.
  4. Gabarit pour une zone de prélèvement de 100 cm2 (sauf pour le mouton et la chèvre pour lesquels un gabarit de 50 cm2 est requis).
  5. Gants stériles.
  6. Échelle montée sur roues, plate-forme d'échantillonnage ou escabeau.
  7. Solution d'assainissement.
  8. Petit chariot ou panier de manutention pour le transport des fournitures.

(ii) Prélèvement

Lire les sections T.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et T.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner (voir la section T.2.4).

Utiliser une éponge à spécimens (ces éponges sont habituellement vendues déshydratées et pré-emballées dans un sac stérile) pour prélever les trois échantillons sur la carcasse (flanc, poitrine et croupe – voir la figure T.2). Il importe d'éponger les régions à échantillonner en commençant par les moins contaminées pour éviter de propager toute contamination. Il faut donc essuyer les régions dans l'ordre indiqué dans le présent protocole d'échantillonnage.

Remarque : Carcasses avec la peau – La méthode est identique SAUF que les sites de prélèvement diffèrent (voir le diagramme T.2.A). Prélever les échantillons de veau avec la peau sur les sites suivants :

  • 1er site : intérieur du flanc;
  • 2e site : intérieur de la poitrine;
  • 3e site : intérieur de la croupe.

L'échantillonnage superficiel non destructif doit être exécuté de la façon suivante.

  1. Veiller à ce que tous les sacs aient été pré-étiquetés et à ce que toutes les fournitures se trouvent à portée de la main, notamment le gabarit d'échantillonnage. (Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.)
  2. Si l'on utilise un gabarit réutilisable, il faut l'immerger dans une solution d'assainissement approuvée pendant au moins une à deux minutes. Juste avant d'essuyer la première région à échantillonner sur la carcasse (étape 13), retirer le gabarit de la solution. Secouer tout surplus de solution de l'instrument et prendre garde de ne pas contaminer la partie du gabarit qui sera en contact avec la carcasse.
  3. Repérer les régions à échantillonner sur le flanc, la poitrine et la croupe à l'aide des illustrations et des instructions présentées à la figure T.2 (zones d'échantillonnage sur la carcasse de bœuf).
  4. Placer l'échelle, la plate-forme ou l'escabeau près de la carcasse de manière à ce que la zone à échantillonner sur la croupe (figure T.2) soit facilement accessible à partir de l'échelle.
  5. Tout en tenant le sac contenant l'éponge par la languette, déchirer la bande perforée transparente qui se trouve à la partie supérieure du sac.
  6. Enlever le bouchon de la bouteille de DPB stérile, tout en prenant soin de ne pas toucher le goulot.
  7. Verser soigneusement environ la moitié du contenu de la bouteille de DPB stérile (environ 10 ml) dans le sac afin d'humecter l'éponge.
  8. Refermer le sac en ramenant les deux languettes ensemble. Avec les mains, appliquer de la pression à l'extérieur du sac et pétrir doucement l'éponge jusqu'à ce qu'elle soit complètement hydratée (humectée).
  9. En laissant le sac fermé, pousser doucement l'éponge humectée vers la partie supérieure du sac en ramenant une extrémité étroite de l'éponge vers l'ouverture du sac. Il ne faut pas ouvrir le sac ou toucher l'éponge avec les doigts. Tout en tenant le sac, retirer tout surplus de liquide de l'éponge en la pressant avec les mains de l'extérieur du sac. L'éponge doit encore se trouver complètement à l'intérieur du sac.
  10. Ouvrir le sac contenant l'éponge en prenant soin de ne pas toucher la surface intérieure du sac avec les doigts. La languette en métal qui se trouve à la partie supérieure du sac devrait maintenir le sac ouvert. Mettre le sac de côté.
  11. Mettre une paire de gants stériles.
  12. Retirer délicatement l'éponge humectée du sac avec le pouce, l'index et le majeur de la main utilisée pour effectuer le prélèvement.
  13. Avec l'autre main, saisir l'extrémité extérieure du gabarit en prenant soin de ne pas contaminer les bords intérieurs qui délimitent la zone d'échantillonnage.
  14. Repérer la zone à échantillonner sur le flanc (Figure T.2). Placer le gabarit sur cette zone.
  15. Maintenir le gabarit en place avec une main gantée (il ne faut pas oublier que seule l'éponge doit toucher la zone à échantillonner. Il faut prendre soin de ne pas contaminer cette région avec les mains.)
  16. Avec l'autre main, passer l'éponge sur la zone délimitée par le gabarit (10 cm x 10 cm) environ dix fois à la verticale et dix fois à l'horizontale. La pression à appliquer correspond à celle que vous exerceriez pour essuyer du sang séché sur la carcasse. Il faut cependant éviter d'appuyer trop fort afin de ne pas abîmer l'éponge. (Nota : Il peut être nécessaire de faire basculer le gabarit d'un côté à l'autre pendant l'épongeage étant donné que la surface de la carcasse n'est pas plane. Cela permet de s'assurer que la région épongée correspond à 100 cm2.)
  17. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la poitrine en utilisant la même face de l'éponge que celle utilisée pour essuyer la région du flanc.
  18. Après avoir épongé la poitrine, prendre le gabarit avec la main qui tient l'éponge. Il faut éviter de contaminer l'éponge ou les bords intérieurs du gabarit.
  19. Monter dans l'échelle ou sur la plate-forme en tenant la rampe avec la main utilisée pour tenir le gabarit. Une fois à la hauteur nécessaire pour échantillonner la croupe, reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer les bords intérieurs du gabarit.
  20. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la croupe en utilisant la face « propre » de l'éponge (c.-à-d., le côté qui n'a pas été utilisé préalablement pour éponger les régions du flanc et de la poitrine).
  21. Après avoir essuyé la région de la croupe, replacer soigneusement l'éponge dans le sac en prenant soin de ne pas toucher l'extérieur du sac avec celle-ci.
  22. Redescendre l'échelle en tenant la rampe.
  23. Verser le restant du DPB (environ 15 ml) dans le sac contenant l'échantillon afin que le volume total soit d'environ 25 ml.
  24. Évacuer le surplus d'air du sac et replier le rebord supérieur de celui-ci trois ou quatre fois afin de le refermer. Pour maintenir le sac fermé, il faut replier les languettes contre le sac. Placer le sac fermé dans un deuxième sac et bien refermer celui-ci.
  25. a) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire interne, il faut commencer à les préparer (voir la section T.2.7 – Méthodes d'analyse).
    b) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire externe (de l'extérieur de l'établissement), il faut suivre la procédure décrite à la section T.2.6 – Expédition des échantillons.
  26. Les résultats doivent être analysés selon les techniques de contrôle statistique du processus propres à l'établissement – la fenêtre mobile et les critères de vérification du processus pré-établis (« m » et « M ») ne peuvent être employés (voir la section T.2.8.2.)
T.2.5.2.1.2 Méthode par excision - bœuf (y compris le veau)

Cette méthode est disponible sur demande auprès de la Division des aliments d'origine animale. Lorsqu'on utilise cette méthode de prélèvement, il faut utiliser les critères de vérification du processus figurant à la section T.2.8.

T.2.5.2.2 Méthode de prélèvement d'échantillons – Porc
T.2.5.2.2.1 Méthode par épongeage – Porc

(i) Matériel

  1. Éponge à spécimens stérile dans un sac stérile à languettes métalliques, ou l'équivalent.
  2. 25 ml de diluant au phosphate de Butterfield (DPB stérile).
  3. Sac stérile de type auto-scellant (Ziplock) en plastique, sac pour Stomacher, ou l'équivalent.
  4. Gabarit pour une zone de prélèvement de 100 cm2.
  5. Gants stériles.
  6. Échelle montée sur roues, plate-forme d'échantillonnage ou escabeau.
  7. Solution d'assainissement.
  8. Petit chariot ou panier de manutention pour le transport des fournitures.

(ii) Prélèvement

Lire les sections T.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et T.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner (voir la section T.2.4.)

Utiliser une éponge à spécimens (ces éponges sont habituellement vendues déshydratées et pré-emballées dans un sac stérile) pour prélever les trois échantillons sur la carcasse (poitrine, fesse et bajoue – voir la figure T.3). Il importe d'essuyer les régions à échantillonner en commençant par les moins contaminées afin d'éviter de propager toute contamination. Il faut donc essuyer les régions dans l'ordre indiqué dans le présent protocole d'échantillonnage.

L'échantillonnage superficiel non destructif doit être exécuté de la façon suivante.

  1. Veiller à ce que toutes les fournitures se trouvent à portée de la main. (Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.)
  2. Si l'on utilise un gabarit réutilisable, il faut l'immerger dans une solution d'assainissement approuvée pendant au moins une à deux minutes. Juste avant d'essuyer la première région à échantillonner sur la carcasse (étape 12), retirer le gabarit de la solution. Secouer tout surplus de solution de l'instrument et prendre garde de ne pas contaminer la partie du gabarit qui sera en contact avec la carcasse.
  3. Repérer les régions à échantillonner sur la poitrine, la fesse et la bajoue à l'aide des illustrations et des instructions présentées à la figure T.3 (zones d'échantillonnage sur la carcasse de porc).
  4. Placer l'échelle, la plate-forme ou l'escabeau près de la carcasse de manière que la zone à échantillonner sur la fesse (figure T.3) soit facilement accessible à partir de l'échelle.
  5. Tout en tenant le sac contenant l'éponge par la languette, déchirer la bande perforée transparente qui se trouve à la partie supérieure du sac et ouvrir le sac.
  6. Enlever le bouchon de la bouteille de DPB stérile, tout en prenant soin de ne pas toucher le goulot. Prendre garde de ne pas contaminer le bouchon.
  7. Verser soigneusement environ la moitié du contenu de la bouteille de DPB stérile (environ 10 ml) dans le sac afin d'humecter l'éponge. Remettre le bouchon sur la bouteille de DPB.
  8. Refermer le sac en ramenant les deux languettes ensemble. Avec les mains, appliquer de la pression à l'extérieur du sac et pétrir doucement l'éponge jusqu'à ce qu'elle soit complètement hydratée (humectée).
  9. En laissant le sac fermé, pousser doucement l'éponge humectée vers la partie supérieure du sac en ramenant une extrémité étroite de l'éponge vers l'ouverture du sac. Il ne faut pas ouvrir le sac ou toucher l'éponge avec les doigts. Tout en tenant le sac, retirer tout surplus de liquide de l'éponge en la pressant avec les mains de l'extérieur du sac. L'éponge doit encore se trouver complètement à l'intérieur du sac.
  10. Ouvrir le sac en prenant soin de ne pas toucher la surface intérieure de celui-ci avec les doigts. La languette en métal qui se trouve à la partie supérieure du sac devrait maintenir le sac ouvert.
  11. Mettre une paire de gants stériles.
  12. Retirer délicatement l'éponge humectée du sac avec le pouce, l'index et le majeur de la main que vous utiliserez pour effectuer le prélèvement.
  13. Avec l'autre main, saisir l'extrémité extérieure du gabarit en prenant soin de ne pas contaminer les bords intérieurs qui délimitent la zone d'échantillonnage.
  14. Repérer la zone à échantillonner sur la poitrine (figure T.3). Placer le gabarit sur cette zone.
  15. Maintenir le gabarit en place avec une main gantée (il ne faut pas oublier que seule l'éponge doit toucher la zone à échantillonner. Il faut prendre soin de ne pas contaminer cette région avec les mains).
  16. Avec l'autre main, passer l'éponge sur la zone délimitée par le gabarit (10 cm x 10 cm) environ dix fois à la verticale et dix fois à l'horizontale. La pression à appliquer correspond à celle que vous exerceriez pour essuyer du sang séché sur la carcasse. Il faut cependant éviter d'appuyer trop fort afin de ne pas abîmer l'éponge. (À noter : Il peut être nécessaire de faire basculer le gabarit d'un côté à l'autre pendant l'épongeage étant donné que la surface de la carcasse n'est pas plane. Cela permet de s'assurer que la région épongée correspond à 100 cm2.)
  17. Après avoir essuyé la poitrine, prendre le gabarit avec la main qui tient l'éponge tout en prenant soin de ne pas contaminer l'éponge ni les bords intérieurs du gabarit délimitant la zone d'échantillonnage.
  18. Monter dans l'échelle ou sur la plate-forme en tenant la rampe avec la main utilisée pour tenir le gabarit. Une fois à la hauteur nécessaire pour échantillonner la fesse, reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer l'éponge, ni les bords intérieurs du gabarit.
  19. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la fesse en utilisant la même face de l'éponge que celle utilisée pour essuyer la région de la poitrine.
  20. Après avoir essuyé la région de la fesse, prendre le gabarit avec la main qui tient l'éponge. Il faut éviter de contaminer l'éponge ou les rebords intérieurs du gabarit.
  21. Redescendre l'échelle en tenant la rampe.
  22. Reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer l'éponge ni les bords intérieurs du gabarit.
  23. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la bajoue en utilisant la face « propre » de l'éponge (c.-à-d., le côté qui n'a pas été utilisé préalablement pour éponger les régions de la poitrine et de la fesse).
  24. Après avoir essuyé la région de la bajoue, replacer soigneusement l'éponge dans le sac en prenant soin de ne pas toucher l'extérieur du sac avec celle-ci.
  25. Verser le restant du DPB (environ 15 ml) dans le sac contenant l'échantillon afin que le volume total soit de 25 ml.
  26. Évacuer le surplus d'air qui se trouve dans le sac contenant l'éponge et replier le rebord supérieur trois ou quatre fois afin de le refermer. Pour maintenir le sac fermé, il faut replier les languettes contre le sac. Placer le sac dans un deuxième sac et bien refermer celui-ci.
  27. a) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire interne, il faut commencer à les préparer (voir la section T.2.7 – Méthodes d'analyse).
    b) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire externe (de l'extérieur de l'établissement), il faut suivre la procédure décrite à la section T.2.6 – Expédition des échantillons.
  28. Les résultats doivent être analysés selon les techniques de contrôle statistique du processus propres à l'établissement – la fenêtre mobile et les critères de vérification du processus pré-établis (« m » et « M ») ne peuvent être employés (voir la section T.2.8.2.)
T.2.5.2.2.2 Méthode par excision – Porc

Cette méthode est disponible sur demande auprès de la Division des aliments d'origine animale. Lorsqu'on utilise cette méthode de prélèvement, il faut utiliser les critères de vérification du processus figurant à la section T.2.8.

T.2.5.2.3 Méthode de prélèvement d'échantillons par rinçage – Poulet, canard, pintade

Remarque : Aucune méthode par excision ou par épongeage n'est autorisée pour les carcasses de poulet.

(i) Matériel

  1. Deux sacs stériles d'une capacité de 3 500 millilitres (ml) pour Stomacher ou de type auto-scellant (Ziplock). (Les sacs doivent être stériles et suffisamment grands pour contenir la carcasse pendant le rinçage.)
  2. 400 ml de diluant au phosphate Butterfield (DPB) stérile.
  3. Attaches autoblocantes (tie-wrap) en plastique ou l'équivalent (si elles sont nécessaires pour fermer les sacs).
  4. Gants stériles.
  5. Facultatif - (Voir l'étape 10 – Procédure de rechange) - Contenant étanche stérile.

(ii) Prélèvement

Lire les sections T.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et T.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la carcasse à échantillonner (voir la section T.2.4). Manipuler la carcasse sélectionnée de la façon suivante.

  1. Veiller à ce que toutes les fournitures nécessaires à l'échantillonnage se trouvent à portée de la main et aient été étiquetées convenablement. Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.
  2. Ouvrir le grand sac sans toucher l'intérieur du sac qui est stérile. (On peut ouvrir facilement le sac en roulant les extrémités de celui-ci entre le pouce et l'index.)
  3. Mettre les gants stériles.
  4. Avec une main, pousser sur le fond du sac d'échantillonnage de manière à former un « gant » sur la main que vous utiliserez pour saisir la volaille tout en utilisant l'autre main pour recouvrir du sac la main qui saisira la volaille. Au cours de cette étape, il faut veiller à ne pas toucher la partie intérieure du sac qui est exposée.
  5. À l'aide de la main recouverte du sac, saisir la volaille par les pattes (jarrets) à travers le sac. (Le sac tient lieu de gant lorsqu'on saisit les pattes de la volaille.) Il faut prendre soin de ne pas contaminer la partie intérieure exposée du sac. Il faut laisser évacuer tout excédent de liquide avant de retourner le sac sur la volaille. (On peut également demander à un assistant de tenir le sac ouvert. De la main gantée, saisir la volaille par les pattes, laisser écouler tout liquide et placer la volaille dans le sac d'échantillonnage.)
  6. Placer le fond du sac sur une surface plane. Tout en tenant la partie supérieure du sac légèrement ouverte, ajouter la solution stérile de DPB (400 ml) en versant celle-ci sur la volaille.
    Procédure de rechange : On peut également ajouter la solution stérile de DPB (400 ml) dans le sac en versant la solution sur la volaille pendant qu'un assistant tient le sac ouvert.
  7. Évacuer la plus grande partie de l'air contenu dans le sac puis refermer le sac. Tout en tenant fermement le sac, rincer la volaille à l'intérieur et à l'extérieur en la secouant une trentaine de fois (environ une minute). Pour ce faire, on tient la volaille à travers le fond du sac d'une main et la partie supérieure du sac qui est fermée de l'autre. Il faut tenir solidement la volaille et la faire passer d'une main à l'autre, en faisant porter le poids alternativement dans une main puis dans l'autre (comme si vous dessiniez un arc-en-ciel ou un arc invisible), en vous assurant que toutes les surfaces (intérieures et extérieures de la carcasse) sont rincées.
  8. Déposer le sac sur une surface plane et, tout en empêchant la carcasse de tomber, ouvrir le sac.
  9. Avec une main gantée, retirer la carcasse du sac. Étant donné que la carcasse a été rincée avec une solution stérile, elle peut être retournée à la cuve de refroidissement. Il faut veiller à ne pas toucher l'intérieur du sac avec la main gantée.
  10. Bien refermer le sac afin d'éviter que le liquide de rinçage ne s'écoule ou ne devienne contaminé.
    Procédure de rechange : On peut également verser au moins 30 mL du liquide de rinçage dans un contenant étanche stérile qui sera envoyé au laboratoire pour analyse.
  11. Placer le sac d'échantillonnage (ou le contenant étanche) dans un autre sac et bien refermer le sac extérieur.
  12. a) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire interne, il faut commencer à les préparer selon la méthode d'analyse choisie.
    b) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire externe (de l'extérieur de l'établissement), il faut suivre la procédure décrite à la section T.2.6 – Expédition des échantillons.
  13. Les résultats doivent être analysés en utilisant la fenêtre mobile et les valeurs pré-établies (« m » et « M ») (voir la section T.2.8.2).
T.2.5.2.4 Méthodes de prélèvement d'échantillons – Dindon, oie
T.2.5.2.4.1 Méthode par rinçage – Dindon et oie

(i) Matériel

  1. Deux sacs stériles d'une capacité de 3 500 ml pour Stomacher ou de type auto-scellant (Ziplock), ou l'équivalent. (Le sac doit être stérile et suffisamment grand pour contenir la carcasse pendant le rinçage. Les sacs utilisés par le USDA mesurent environ 45 x 60 cm. Les gros dindons doivent être placés dans un sac pour autoclave en polypropylène transparent mesurant environ 60 cm x 75-90 cm.)
  2. 600 ml de diluant au phosphate de Butterfield (DPB).
  3. Attaches autobloquantes (tie-wrap) en plastique, élastiques larges, ou l'équivalent, pour attacher les sacs d'échantillons au besoin.
  4. Gants stériles.
  5. Facultatif - (Voir l'étape 12 – Procédure de rechange) - Contenant étanche stérile.

(ii) Prélèvement

Lire les sections T.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et T.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner (voir la section T.2.4). Manipuler la carcasse sélectionnée de la façon suivante.

  1. Veiller à ce que toutes les fournitures nécessaires à l'échantillonnage se trouvent à portée de la main. Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant l'échantillonnage.
  2. Demander à un assistant d'ouvrir le grand sac stérile (servant au rinçage de la carcasse) et d'être prêt à recevoir la carcasse du dindon. (On peut ouvrir le sac en roulant les extrémités supérieures de celui-ci entre le pouce et l'index.) Procédure de rechange : Si l'on ne peut compter sur l'aide d'un assistant, il suffit de placer le grand sac d'échantillonnage fermé dans un seau (p. ex., utiliser le sac pour doubler le seau comme si vous installiez un sac dans une poubelle), puis d' ouvrir le sac. Le seau sera utilisé comme support pour retenir le sac. Il ne faut pas contaminer les surfaces intérieures du sac d'échantillonnage.
  3. Mettre les gants stériles.
  4. Retirer le dindon de la chaîne d'égouttage en le saisissant par les pattes et en laissant s'écouler tout liquide qui se trouve dans la cavité.
  5. Placer la carcasse de dindon dans un sac d'échantillonnage stérile, le côté du cloaque vers le haut. Seule la carcasse doit entrer en contact avec l'intérieur du sac.
  6. Manipuler la peau lâche du cou à travers le sac et en recouvrir les os du cou de manière à prévenir la perforation du sac. L'assistant doit soutenir la carcasse en tenant le fond du sac d'une main.
  7. Tout en tenant le fond du sac, l'assistant doit ouvrir le sac de l'autre main. Procédure de rechange : On peut également déposer le fond du sac sur une surface assainie (p. ex., une table) et, tout en soutenant la carcasse dans le sac, ouvrir celui-ci de l'autre main.
  8. Ajouter la solution de DPB stérile (600 ml) dans le sac, en la versant sur la volaille.
  9. Prendre le sac des mains de l'assistant et en expulser tout surplus d'air puis refermer le sac. Tout en tenant fermement le sac, rincer l'intérieur et l'extérieur de la volaille en la secouant une trentaine de fois (environ une minute). Pour ce faire, il faut tenir la carcasse à travers le sac d'une main et le côté fermé du sac de l'autre. Tout en tenant le dindon fermement avec les deux mains, il faut le faire passer d'une main à l'autre en décrivant un arc (comme si on traçait un arc-en-ciel invisible), en s'assurant que toutes les surfaces (intérieures et extérieures de la carcasse) sont rincées.
  10. Remettre le sac à l'assistant.
  11. Avec une main gantée, retirer la carcasse du sac en laissant s'égoutter tout excès de liquide dans le sac. Étant donné que la carcasse a été rincée avec une solution stérile, elle peut être remise dans la cuve de refroidissement. Il faut veiller à ne pas toucher l'intérieur du sac avec la main gantée.
  12. Expulser tout surplus d'air, en prenant soin de ne pas laisser s'écouler le liquide de rinçage. Refermer le dessus du sac afin d'empêcher que le liquide de rinçage ne s'écoule ou ne devienne contaminé. Procédure de rechange : On peut également verser au moins 30 ml du liquide de rinçage dans un contenant étanche stérile qui sera envoyé au laboratoire pour analyse.
  13. Placer le sac d'échantillonnage (ou le contenant étanche) dans un deuxième sac et bien refermer le sac extérieur.
  14. a) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire interne, il faut commencer à les préparer (voir la section T.2.7 – Méthodes d'analyse).
    b) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire externe (de l'extérieur de l'établissement), il faut suivre la procédure décrite à la section T.2.6 – Expédition des échantillons.
  15. Les résultats doivent être analysés selon les techniques de contrôle statistique du processus propres à l'établissement – la fenêtre mobile et les critères de vérification du processus pré-établis (« m » et « M ») ne peuvent être employés (voir la section T.2.8.2.)
T.2.5.2.4.2 Méthode par épongeage – Dindon, oie

(i) Matériel

  1. Éponge à spécimens stérile dans un sac à languettes métalliques, ou l'équivalent
  2. 25 ml de diluant au phosphate de Butterfield (DPB stérile).
  3. Sac stérile de type auto-scellant (Ziplock) en plastique, sac pour Stomacher, ou l'équivalent.
  4. Gabarit pour une zone de prélèvement de 50 cm2 (5 x 10 cm).
  5. Gants stériles.
  6. Solution d'assainissement.
  7. Petit chariot ou panier de manutention pour le transport des fournitures.

(ii) Prélèvement

Lire les sections T.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et T.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la carcasse à échantillonner (voir la section T.2.4.)

Utiliser une éponge à spécimens (ces éponges sont habituellement vendues déshydratées et pré-emballées dans un sac stérile) pour prélever les deux échantillons sur la carcasse (dos et cuisse – voir la figure T.4). Il importe d'essuyer les régions à échantillonner en commençant par les moins contaminées afin d'éviter de propager toute contamination. Il faut donc essuyer les régions dans l'ordre indiqué dans ce protocole d'échantillonnage.

L'échantillonnage superficiel non destructif doit être exécuté de la façon suivante.

  1. Veiller à ce que toutes les fournitures se trouvent à portée de la main. (Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.)
  2. Si l'on utilise un gabarit réutilisable, il faut l'immerger dans une solution d'assainissement approuvée pendant au moins une à deux minutes. Juste avant d'essuyer la première région à échantillonner sur la carcasse (étape 12), retirer le gabarit de la solution d'assainissement. Secouer tout surplus de solution de l'instrument et prendre garde de ne pas contaminer la partie du gabarit qui sera en contact avec la carcasse.
  3. Placer la carcasse à éponger sur une surface de travail qui a été nettoyée et assainie puis séchée. Afin d'empêcher que la carcasse ne glisse, placer des essuie-tout ou autre matériel semblable entre la carcasse et la surface de travail. Placer la carcasse sur la poitrine afin de permettre l'accès aux deux sites d'échantillonnage. Il n'est pas important que la carcasse penche d'un côté, du moment que les sites d'échantillonnage ne sont pas contaminés.
  4. Repérer les régions à échantillonner sur le dos et la cuisse à l'aide des illustrations et des instructions présentées à la figure T.4 (zones d'échantillonnage sur la carcasse de dindon).
  5. Tout en tenant le sac contenant l'éponge par la languette, déchirer la bande perforée transparente qui se trouve à la partie supérieure du sac et ouvrir le sac.
  6. Enlever le bouchon de la bouteille de DPB stérile, tout en prenant soin de ne pas toucher le goulot. Prendre garde de ne pas contaminer le bouchon.
  7. Verser soigneusement environ la moitié du contenu de la bouteille de DPB stérile (environ 10 ml) dans le sac afin d'humecter l'éponge. Remettre le bouchon sur la bouteille de DPB.
  8. Refermer le sac en ramenant les deux languettes ensemble. Avec les mains, appliquer de la pression à l'extérieur du sac et pétrir doucement l'éponge jusqu'à ce qu'elle soit complètement hydratée (humectée).
  9. En laissant le sac fermé, pousser doucement l'éponge humectée vers la partie supérieure du sac en ramenant une extrémité étroite de l'éponge vers l'ouverture du sac. Il ne faut pas ouvrir le sac ou toucher l'éponge avec les doigts. Tout en tenant le sac, retirer tout surplus de liquide de l'éponge en la pressant avec les mains de l'extérieur du sac. L'éponge doit encore se trouver complètement à l'intérieur du sac.
  10. Ouvrir le sac en prenant soin de ne pas toucher la surface intérieure de celui-ci avec les doigts. La languette en métal qui se trouve à la partie supérieure du sac devrait maintenir le sac ouvert.
  11. Mettre une paire de gants stériles.
  12. Retirer délicatement l'éponge humectée du sac avec le pouce, l'index et le majeur de la main que vous utiliserez pour effectuer le prélèvement.
  13. Avec l'autre main, saisir l'extrémité extérieure du gabarit en prenant soin de ne pas contaminer les bords intérieurs qui délimitent la zone d'échantillonnage.
  14. Repérer la zone à échantillonner sur le dos (figure T.4). Placer le gabarit sur cette zone. Le gabarit doit chevaucher l'épine dorsale et être placé parallèlement à celle-ci sur le sens de la longueur.
  15. Maintenir le gabarit en place avec une main gantée (il ne faut pas oublier que seule l'éponge doit toucher la zone à échantillonner. Il faut prendre soin de ne pas contaminer cette région avec les mains).
  16. Avec l'autre main, passer l'éponge sur la zone délimitée par le gabarit (10 cm x 5 cm) environ dix fois à la verticale et dix fois à l'horizontale. La pression à appliquer correspond à celle que vous exerceriez pour essuyer du sang séché sur la carcasse. Il faut cependant éviter d'appuyer trop fort afin de ne pas abîmer l'éponge. (À noter : Il peut-être nécessaire de faire basculer le gabarit d'un côté à l'autre pendant l'épongeage étant donné que la surface de la carcasse n'est pas plane. Cela permet de s'assurer que la région épongée correspond à 50 cm2.)
  17. Après avoir essuyé le dos, prendre le gabarit dans la main qui tient l'éponge tout en prenant soin de ne pas contaminer l'éponge ni les bords intérieurs du gabarit délimitant la zone d'échantillonnage.
  18. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la cuisse en utilisant la face de l'éponge qui n'a pas été utilisée pour essuyer la région du dos. Voici comment on doit placer le gabarit : il est placé dans le sens de la longueur parallèlement à l'os de la cuisse, de manière que sa partie supérieure se trouve juste au-dessous de l'articulation de la hanche.
  19. Après avoir essuyé la région de la cuisse, replacer soigneusement l'éponge dans le sac en prenant soin de ne pas toucher l'extérieur du sac avec celle-ci.
  20. Verser le restant du DPB (environ 15 ml) dans le sac contenant l'échantillon afin que le volume total soit d'environ 25 ml.
  21. Évacuer le surplus d'air qui se trouve dans le sac contenant l'éponge et replier le rebord supérieur trois ou quatre fois afin de le refermer. Pour maintenir le sac fermé, il faut replier les languettes contre le sac. Placer le sac dans un deuxième sac et bien refermer celui-ci.
  22. a) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire interne, il faut commencer à les préparer (voir la section T.2.7 – Méthodes d'analyse).
    b) Si les échantillons sont analysés dans un laboratoire externe (de l'extérieur de l'établissement), il faut suivre la procédure décrite à la section T.2.6 – Expédition des échantillons.
  23. Les résultats doivent être analysés selon les techniques de contrôle statistique du processus propres à l'établissement – la fenêtre mobile et les critères de vérification du processus pré-établis (« m » et « M ») ne peuvent être employés (voir la section T.2.8.2.)

T.2.6. Expédition des échantillons

Afin d'obtenir des résultats précis, les échantillons doivent être analysés le plus tôt possible après le prélèvement. Toutefois, si les échantillons sont expédiés à l'extérieur de l'établissement, ils doivent être maintenus réfrigérés jusqu'au moment de leur expédition et expédiés réfrigérés au laboratoire où sera faite l'analyse. Les échantillons doivent être analysés au plus tard au cours de la journée qui suit le prélèvement. Vous trouverez ci-après de l'information sur les contenants d'expédition et la procédure d'expédition des échantillons à l'extérieur des établissements.

T.2.6.1 Contenants d'expédition et blocs réfrigérants

Il importe de s'assurer que les échantillons entrent facilement dans les contenants d'expédition afin que les sacs d'échantillons ne soient pas brisés. Il faut utiliser de la façon appropriée les blocs réfrigérants (gel-pack) et bien fermer les contenants d'expédition afin que les échantillons arrivent au laboratoire à une température acceptable. Certaines bactéries peuvent être endommagées par des températures trop froides, tandis que des températures trop chaudes permettront aux bactéries de se multiplier. La conservation des échantillons à des températures inadéquates peut fausser les résultats. Des échantillons congelés ou des échantillons trop chauds (> 10 °C) ne sont pas considérés comme valides et ne doivent pas être analysés.

L'échantillon doit être conservé réfrigéré, non congelé, dans le contenant d'expédition avant d'être pris en charge par le service d'expédition. Le contenant d'expédition lui-même ne doit pas être employé comme réfrigérateur. Par contre, on peut placer les échantillons d'une journée dans un contenant d'expédition à découvert si celui-ci est gardé dans une salle réfrigérée ou un réfrigérateur.

La procédure d'emballage suivante peut être utilisée.

  1. Pré-refroidir le contenant d'expédition en plaçant ce dernier à découvert dans un réfrigérateur au moins 24 heures avant l'échantillonnage.
  2. Placer l'échantillon, déposé au préalable dans un sac double correctement étiqueté, dans le contenant pré-refroidi en position debout pour empêcher tout écoulement. Du papier journal peut être utilisé pour caler l'échantillon et le maintenir en position debout. Si plusieurs échantillons sont prélevés pendant une journée, s'assurer que les échantillons sont maintenus à la température de réfrigération requise pour prévenir la multiplication de tout microorganisme présent et pour assurer l'exactitude des résultats.
  3. Placer une séparation en carton ondulé sur le dessus des échantillons. Puis, placer un ou des blocs réfrigérants sur le carton ondulé en évitant que ceux-ci n'entrent directement en contact avec l'échantillon. Utiliser un nombre suffisant de blocs réfrigérants pour maintenir l'échantillon réfrigéré durant son expédition vers le laboratoire. Insérer une bourre en mousse et la compresser pour réduire au minimum l'espace de tête du contenant.
  4. Expédier l'échantillon (au moyen de services de livraison ou de messagerie 24 h) au laboratoire désigné.

Dans les cas où l'on expédie les échantillons à l'extérieur, la méthode employée pour prévenir la falsification de l'échantillon doit être décrite dans le protocole d'échantillonnage écrit.

T.2.7 Méthodes d'analyse

Le laboratoire ne doit pas analyser les échantillons qui sont congelés ou trop chauds (> 10°C). Il faut analyser les échantillons en utilisant l'une des méthodes de quantification d'E. coli (biotype I) tirées des Official Methods of Analysis de l'Association of Official Analytical Chemists (AOAC), International, 16e éditionNote de bas de page 4, ou toute autre méthode validée par un organisme scientifique dans le cadre d'essais en collaboration à l'aide de la méthode du nombre le plus probable (NPP) à trois tubes et correspondant aux intervalles de confiance supérieur et inférieur à 95 % de l'indice NPP approprié.

T.2.7.1 Méthodes de quantification proposées

Si l'on utilise une technique générale d'ensemencement de 1 ml sur gélose pour la quantification d'E. coli en vue de l'analyse des échantillons prélevés par épongeage sur les carcasses de bœuf ou de porc, il faut diviser le résultat du dénombrement par 12 afin qu'il corresponde au nombre par cm2..

Ceci correspond aux calculs suivants.

Surface épongée : 3 x 100 cm2 = 300 cm2

Quantité de liquide : 10 + 15 ml = 25 ml

Calcul du facteur de conversion (Règle de 3) :

Si 25 mL correspond à 300 cm2

Alors 1 mL correspond à x cm2

Et x = 300 ÷ 25 = 12

Si l'on utilise une technique générale d'ensemencement de 1 mL sur gélose pour la quantification d'E. coli en vue de l'analyse des échantillons prélevés par épongeage sur des carcasses de dindon, il faut diviser le résultat du dénombrement par 4 (c.-à-d. 100 ÷ 25 = 4).

Il n'est pas nécessaire de recourir à de tels facteurs de conversion pour le dénombrement d'E. coli/ml obtenu par des méthodes de rinçage des carcasses. Pour tenir compte des valeurs négligeables et inacceptables d'E. coli (décrites dans la section 7.2.8.1), il faut ensemencer un extrait non dilué de l'échantillon, ainsi que des dilutions de 1:10, 1:100, 1:1 000 et 1:10 000, de préférence en double. Il peut être nécessaire d'ensemencer des dilutions supérieures ou inférieures selon le produit particulier.

Si l'on utilise la technique du filtre quadrillé hydrophobe, il faut filtrer 1 ml de l'extrait non dilué de l'échantillon, et des dilutions de 1:10, 1:100, 1:1 000 et 1:10 000.

Il peut être nécessaire d'utiliser d'autres dilutions de l'extrait original si l'on utilise le protocole du NPP à trois tubes. On utilise les trois dilutions les plus fortes qui se sont révélées positives pour E. coli afin de calculer le NPP. Les valeurs du NPP provenant de la table de NPP appropriée représentent le nombre par ml de l'extrait original, et il faut donc les diviser par 12 pour les carcasses de bœuf et porc (ou 4 pour les carcasses de dindon épongées) si l'on veut obtenir le nombre par cm2 de surface de la carcasse.

Le laboratoire fait rapport sur le dénombrement d'E. coli exact. Lorsque les valeurs sont inférieures à 1 cfu/cm2, le dénombrement exact doit être indiqué (p. ex., 0,01 cfu/cm2) – zéro (0) ne doit pas être indiqué comme un résultat. La méthode utilisée pour les carcasses de bœuf et de porc doit avoir une sensibilité minimale de 5 cfu/cm2.

T.2.8 Analyse des résultats et techniques de contrôle statistique du processus

Le dépistage d'E. coli (biotype I), de type générique, a pour but d'obtenir des données qui serviront à évaluer, grâce à des données microbiologiques et à des méthodes statistiques, l'efficacité d'un processus. L'objectif est de respecter des critères de vérification du processus (CVP) établis pour la combinaison processus échantillonné/méthode d'échantillonnage utilisée dans l'établissement.

Le USDA a publié des CVP pour certaines combinaisons processus échantillonné/méthode d'échantillonnage. Se reporter au tableau T.2.8. Si l'établissement utilise l'une des combinaisons énumérées, il doit se servir des CVP figurant dans le tableau. Si l'établissement n'utilise pas l'une des combinaisons énumérées, il doit élaborer ses propres CVP à l'aide des techniques de contrôle statistique du processus et ne peut pas employer les CVP élaborés pour une autre combinaison.

Remarque :

  • Les établissements qui évaluent un processus d'abattage du poulet sont tenus d'utiliser la méthode d'échantillonnage par rinçage de carcasse; ils doivent donc employer les CVP publiés.
  • Les établissements d'abattage de bœuf et de porc ne sont pas tenus d'utiliser la méthode d'échantillonnage par excision et les CVP correspondants. Ils peuvent utiliser la méthode par épongeage.
  • Comme on n'a pas publié de CVP pour la méthode d'échantillonnage par épongeage et pour la méthode d'échantillonnage par rinçage des carcasses de dindon, de canard, d'oie et de pintade. L'établissement doit élaborer ses propres CVP.

Tableau T.2.8

Critères de vérification du processus pour l'évaluation des résultats des tests de dépistage d'E. coli (biotype I), type générique
Comb. proc. échant. x méthode d'échant. :
Processus échant.
Comb. proc. échant. x méthode d'échant. :
Méthode d'échant.
CVP à employer :
Nbre fixé de tests dans la fenêtre mobile (« n »)
CVP à employer :
Nbre maximal de résultats dépassant la limite marginale (« c »)
CVP à employer :
Résultats acceptables
CVP à employer :
Limite marginale (« m »)
CVP à employer :
Limite inacceptable (« M »)
Bœuf, mouton, chèvre, équidé - Abattage Excision 13 3 Négatif Note de tableau 5 Positif Note de tableau 5 10 000 cfu/cm2
Bœuf, mouton, chèvre, équidé - Abattage Épongeage CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus.
Porc - Abattage Excision 13 3 10 cfu/cm2 ou moins 10 cfu/cm2 10 000 cfu/cm2
Porc - Abattage Épongeage CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus.
Poulet, canard et pintade - Abattage Rinçage Note de tableau 6 13 3 100 cfu/ml ou moins 100 cfu/ml 1 000 cfu/ml
Poulet, canard et pintade - Abattage Épongeage S/O – l'exploitant doit utiliser la méthode d'épongeage. S/O – l'exploitant doit utiliser la méthode d'épongeage. S/O – l'exploitant doit utiliser la méthode d'épongeage. S/O – l'exploitant doit utiliser la méthode d'épongeage. S/O – l'exploitant doit utiliser la méthode d'épongeage.
Dindon et oie - Abattage Rinçage CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus.
Dindon et oie - Abattage Épongeage CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus. CVP non publiés – l'exploitant doit élaborer ses propres CVP au moyen des techniques de contrôle statistique du processus.

Notes de tableau

Note de tableau 5

Le test employé pour l'analyse des échantillons doit avoir une sensibilité minimale de 5 cfu/cm2.

Retour à la référence de la note de tableau 5

Note de tableau 6

CVP applicable seulement au poulet.

Retour à la référence de la note de tableau 6

Techniques de contrôle statistique du processus

Les techniques de contrôle statistique du processus (CSP) sont basées sur les principes suivants :

  • tout produit émane d'un processus;
  • tout processus est sujet à des variations;
  • tout processus peut être compris, décrit et/ou mesuré en termes statistiques ou mathématiques;
  • le rendement continu d'un processus peut être évalué si des mesures régulières sont effectuées et si des modifications sont apportées au processus jusqu'à ce qu'un niveau optimal soit atteint.

Selon ces techniques, un processus est dit « sous contrôle » lorsqu'il est stable et performe d'une manière acceptable c.-à-d., les résultats des tests de dépistage se situent près de la moyenne, et restent à l'intérieur des limites établies. Les CSP permettent de détecter des écarts qui ne l'auraient pas été autrement. L'identification rapide des écarts imprévus dans le processus permet de reconnaître à temps les déficiences et de les corrigées.

L'élaboration d'un programme de contrôle statistique du processus (CSP) comporte initialement une collecte de données dans le but d'établir des paramètres de référence pour le processus. Ces paramètres indiquent ce à quoi correspond un processus type ou « normal ». Au moyen d'une méthode statistique, la donnée de référence est employée pour établir des critères de vérification du processus (CVP). Il existe différentes techniques de contrôle statistique du processus [p. ex., l'approche de la fenêtre mobile, les cartes de contrôle de Shewhart, l'analyse des tendances, les écarts types, les graphiques en fonction du temps (« time plots »), les sommes cumulatives, les diagrammes de contrôle]. Une fois qu'une technique de contrôle statistique du processus a été sélectionnée et que des CVP ont été établis, une surveillance périodique est menée, et les résultats sont comparés aux CVP pour déterminer si le processus se situe à l'intérieur des limites « normales ». Si le processus ne se situe pas à l'intérieur de ces limites, cela indique que celui-ci n'est pas « sous contrôle » et qu'il est temps de chercher et de corriger les causes possibles des résultats anormaux.

La présente section ne traite que des principes de base de l'approche de la fenêtre mobile que le USDA a employée pour élaborer ses CVP aux fins du dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, sur une chaîne d'abattage. Le lecteur est invité à consulter les ouvrages de référence suivants pour obtenir de plus amples renseignements sur les méthodes statistiques employées pour l'élaboration des CVP.

  • Ishikawa, K. 1986 - Guide to Quality control. Kraus International Publications, White Plains, NY
  • Kane, V.E. 1989 - Defect Prevention. ASQ Quality Press, Milwaulkee WI
  • Kume, H. 1985 - Statistical Mehtods for Quality Improvement. UNIPUB/Kraus International publications, White Plains, NY
  • Surak, J.G. 1999 - SPC for the food processing Industry. Clemson University, Clemson, SC
  • Surak, J.G. 1999 - Integrating HACCP and SPC. Clemson University, Clemson, SC.

Remarque : Plusieurs des documents susmentionnés ont été élaborés pour des secteurs autres que celui de l'alimentation et comprennent donc des exemples qui peuvent ne pas se prêter à la production alimentaire.

T.2.8.1 Approche de la  fenêtre mobile employée par le USDA

Le USDA a utilisé comme la technique statistique appelée « approche de la fenêtre mobile » pour établir ses CVP énumérés au tableau T.2.8. Les paragraphes suivants expliquent d'une manière simple comment a été conçue l'approche de la fenêtre mobile employée par le USDA et comment elle peut servir à analyser les résultats des tests de dépistage d'E. coli.

Établissement de « M », « m », « n » et « c »
  • Des données sont recueillies en vue de l'établissement d'une donnée de référence pour le processus.
  • Les données sont classées depuis le résultat le moins élevé jusqu'au résultat le plus élevé, puis elles sont converties en percentiles c.-à-d., divisées en 100 classes avec des effectifs égaux (contenant un nombre d'unités/individus égaux). Par exemple :

    1e percentile = première classe de résultats;

    50e percentile = cinquantième classe de résultats (avec cette classe, la valeur médiane est la valeur pour laquelle 50 % des résultats en sont plus petits ou plus grands);

    100e percentile = centième classe de résultats.

  • Le nombre fixé de tests dans la fenêtre mobile (valeur « n ») est établi, et les limites de contrôle sont définies. L'approche de la fenêtre mobile employée par le USDA utilise un nombre fixé de tests dans la fenêtre mobile, soit « n » = 13, et deux valeurs limites, soit une valeur absolue de contrôle = « M » et une valeur inférieure de contrôle « m ».
  • La limite absolue de contrôle (« M ») est la valeur au-delà de laquelle tout résultat se situe lorsque le processus n'est plus « sous contrôle », ce qui signifie qu'une action corrective est requise. Selon l'approche de la fenêtre mobile employée par le USDA, la valeur « M » se situe au 98e percentile des résultats.
  • La limite inférieure de contrôle (« m ») est une valeur intermédiaire se situant entre la moyenne et la valeur « M ». Les résultats des tests de dépistage qui se situent entre « m » et « M » sont normaux et le processus est encore « sous contrôle ». Cependant, si le nombre de ces résultats dépasse un nombre prédéterminé (valeur « c »), cela veut dire que le processus n'est plus « sous contrôle ». Différentes combinaisons de « m » et de « c » peuvent être utilisées pour évaluer un processus. La sélection de la combinaison à utiliser repose sur des facteurs statistiques (p. ex., niveau de confiance recherché, taille de la population à échantillonner, prévalence du défaut, etc.), et un statisticien est d'ordinaire consulté au moment de la conception du plan d'échantillonnage. L'approche de la fenêtre mobile employée par le USDA utilise une valeur « c » = 3 et une valeur « m » = 80e percentile.
Emploi de la fenêtre mobile une fois les valeurs « m » et « M » établies
  • L'exploitant effectue les tests conformément aux exigences prescrites.
  • Les résultats sont consignés au fur et à mesure sur un registre ou sur un diagramme de contrôle.
  • Les résultats sont analysés sur une base continue (chaque fois qu'un résultat est reçu et enregistré).
  • Au moment de l'analyse des résultats, seuls ceux qui apparaissent dans la fenêtre (c'est-à-dire la dernière valeur « n »; en l'occurrence les 13 derniers résultats) sont utilisés pour analyser le processus.
  • Si la valeur « M » est dépassée à un moment donné à l'intérieur de la fenêtre mobile (les 13 derniers résultats), on dit que le processus n'est plus « sous contrôle ». Des actions correctives sont requises dès que la valeur « M » est dépassée.
  • Si la valeur « m » est dépassée plus de trois fois (valeur « c ») à l'intérieur de la fenêtre mobile (les 13 derniers résultats), on dit que le processus n'est plus « sous contrôle ». Des actions correctives sont requises dès que cela se produit.
  • Chaque fois qu'un nouveau résultat est reçu, la fenêtre avance de 1 résultat et une analyse est effectuée en fonction des 13 derniers résultats. C'est pourquoi cette méthode est appelée « approche de la fenêtre mobile ».
  • De façon périodique, à mesure que le processus s'améliore, on peut recalculer les 80e et 98e percentiles et utiliser de nouvelles valeurs « m » et « M ».
Exemple

L'exemple suivant correspond au registre que pourrait tenir un abattoir de poulet (qui doit faire deux tests par jour (au moyen de méthode de rinçage des carcasses). Selon le tableau T.2.8, les valeurs « M » et « m » pour le E. coli (biotype 1) sont établies à 1000 et 100 respectivement, c à 3 fois et n à 13 résultats.

Cet exemple correspond au registre que pourrait tenir un abattoir de poulet (qui doit faire deux tests par jour (au moyen de méthode de rinçage des carcasses)
Test No Date Heure Résultat (cfu/mL) Résultat dépassant la limite inaccept.?
(> « M »)
Résultat dépassant la limite marginale?
(> « m  »)
Nbre de résultats
> m dans les 13 derniers résultats
Processus « sous contrôle »? (Nbre de résultats > m) # 3 et aucun résultat > M
(Oui ou Non)
1 10-07 (lundi) 08h50 200 Non Oui 1 Oui
2 14h00 50 Non Non 1 Oui
3 10-08 (mar) 07h10 500 Non Oui 2 Oui
4 13h00 5 Non Non 2 Oui
5 10-09 (mer) 10h00 80 Non Non 2 Oui
6 12h20 50 Non Non 2 Oui
7 10-10 (jeu) 09h20 800 Non Oui 3 Oui
8 13h30 50 Non Non 3 Oui
9 10-11 (vend) 10h50 80 Non Non 3 Oui
10 14h50 50 Non Non 3 Oui
11 10-14 (lundi) 08h40 500 Non Oui 4 Non
12 12h00 80 Non Non 4 Non
13 10-15 (mar) 09h30 80 Non Non 4 Non
14 15h20 50 Non Non 3 Oui
15 10-16 (mer) 07h30 80 Non Non 3 Oui
16 11h40 5 Non Non 2 Oui
17 10-17 (jeu) 10h20 80 Non Non 2 Oui
18 14h45 80 Non Non 2 Oui
19 10-18 (vend) 08h30 50 Non Non 2 Oui
20 16h00 80 Non Non 2 Oui
21 10-19 (sam) 09h10 50 Non Non 1 Oui
22 13h00 1500 Oui Oui 2 Non
23 10-21 (lundi) 10h30 80 Non Non 2 Oui

Voici les observations qu'on peut faire à partir de cet exemple.

  1. Le 14 octobre (10-14), à 8h40, on observe 4 résultats dépassant la limite marginale (« m ») sur les 11 derniers résultats. Ceci dépasse le nombre maximal de résultats supérieurs à « m » permis (« c » = 3) à l'intérieur du nombre fixé de tests dans la fenêtre mobile (« n » = 13). On dit que le processus n'est plus « sous contrôle ».
  2. La limite de 3 résultats supérieurs à « m » sur 13 est également dépassée lors des 2 tests suivants. On dit toujours que le processus n'est plus « sous contrôle », mais étant donné qu'aucun des nouveaux résultats ne dépassent la limite marginale ou inacceptable, la conclusion selon laquelle le processus n'est toujours pas « sous contrôle » ne doit pas être interprétée comme la preuve d'un nouveau problème. Dans le registre ou les documents attestant des actions correctives exécutées après l'identification initiale de la perte de contrôle, on pourra voir si une action a été exécutée pour corriger l'écart.
  3. Le 15 octobre (10-15), à 15h20, le nombre de résultats supérieurs à la limite marginale (> « m ») sur les 13 tests précédents descend à 3 parce que le résultat du 07 octobre (10-07), à 8h50, supérieur à « m » sort de la fenêtre lorsque celle-ci avance d'un test. L'on peut maintenant dire que le processus est de nouveau « sous contrôle ».
  4. Le 19 octobre (10-19), à 13h00, le résultat est supérieur à la valeur limite inacceptable « M ». Même si le nombre de résultats dépassant la limite marginale « m » ne dépasse pas le nombre maximal permis (« c » = 3), on ne peut pas dire que le processus est « sous contrôle ». L'exploitant doit exécuter une action corrective pour corriger l'écart et la consigner dans le dossier prévu à cette fin.
  5. Le résultat du 21 octobre (10-21, à 10h30, est inférieur à la limite marginale « m ». Le nombre de résultats dépassant la limite marginale « m » est de 2. On peut donc dire que le processus est de nouveau « sous contrôle ».

La figure T.5 montre les mêmes résultats que l'exemple ci-dessus, mais ceux-ci sont présentés sous une forme graphique. Les nombres qui se trouvent en abscisse (axe des X) correspondent au numéro du test dans l'exemple ci-dessus. De l'information concernant chaque résultat obtenu, comme l'heure et la date du prélèvement de l'échantillon, pourrait aussi être représentée sur le graphique.

T.2.8.2 Établissements qui emploient un processus et/ou une méthode d'échantillonnage d'E. coli pour laquelle le USDA n'a pas publié de critères de vérification du processus (voir le tableau T.2.8)

L'établissement qui utilise pour le dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, une méthode d'échantillonnage pour laquelle le USDA n'a pas encore publié de critères de vérification du processus (voir le tableau T.2.8) ne peut pas utiliser les critères de vérification du processus publiés et doit donc élaborer des critères de vérification du processus propres à l'établissement au moyen de techniques de contrôle statistique du processus (voir la section T.2.8).

Il n'est pas nécessaire d'employer l'approche de la fenêtre mobile qui a été utilisée par le USDA pour élaborer les CVP publiés. Il serait acceptable qu'un établissement emploie la méthode de la fenêtre mobile décrite à la section T.2.8.1 pourvu que l'établissement utilise ses propres données antérieures pour établir sa donnée de référence et ses CVP. On peut facilement calculer des percentiles en utilisant des feuilles de calcul informatisées, des calculatrices dotées de fonctions statistiques et même des méthodes de calcul manuelles. L'établissement doit fournir sur demande à l'ACIA les données brutes qu'il a employées pour le calcul de ses valeurs correspondant au 80e (« m ») et au 98e (« M ») percentiles. Étant donné que les méthodes par épongeage sont moins sensibles que les méthodes par excision, les valeurs « m » et « M » d'un établissement ne devraient pas être plus élevées que celles qui ont été publiées pour le même processus, mais avec la méthode par excision.

Dans de nombreux cas, il ne serait pas acceptable que l'établissement utilise l'approche de la fenêtre mobile avec des valeurs correspondant au 80e et au 98e percentiles. Ce serait le cas pour un établissement qui échantillonne des carcasses de porc au moyen de la méthode par épongeage et qui obtient des résultats qui sont principalement des zéro (0) ou des valeurs se situant près de zéro. Si cet établissement employait la même approche de la fenêtre mobile que le USDA, sa valeur « m » se situerait près de la limite de sensibilité du test et sa valeur « M » serait très basse (p. ex.,10 cfu/cm2).

À moins que des valeurs « m » et « M » aient été publiées pour la combinaison processus échantillonné/méthode d'échantillonnage, l'exploitant peut choisir d'autres CVP (p. ex., analyse des tendances, trois écarts types). En pareil cas, l'exploitant doit fournir sur demande à l'ACIA de l'information concernant la méthode employée pour la détermination des CVP (textes de référence appropriés au besoin), la donnée de référence employée pour la détermination des CVP, etc. Si l'approche utilisée est raisonnable, les CVP ainsi élaborés seront acceptés.

T.2.9 Actions correctives lorsque le processus n'est plus jugé « sous contrôle »

Il est normal qu'à l'occasion un exploitant constate qu'un processus n'est plus « sous contrôle ». Une telle observation ne correspond pas à une lacune ou au non-respect des exigences relatives au dépistage d'E. coli (biotype I), type générique. Cela signifie, cependant, que, pour une raison ou une autre, les résultats des tests de dépistage s'écartent de la normale. En pareil cas, l'exploitant doit rechercher la cause de l'écart et exécuter toute action corrective requise. Les mesures prises par l'exploitant (enquête et actions exécutées) doivent être consignées. Si ces mesures sont efficaces, les résultats subséquents devraient indiquer que le processus est de nouveau « sous contrôle ».

Il n'est pas normal que les résultats des tests de dépistage indiquent de façon répétée que le processus n'est plus « sous contrôle ». Cela montre que l'exploitant n'a pas réussi à déterminer et à corriger la cause de l'écart et qu'il n'a pas réussi non plus à remettre le processus « sous contrôle ». Cependant, comme les critères de vérification du processus ne sont pas des normes de rendement proprement dites, cette situation ne justifie pas en soi que l'ACIA prenne le genre de mesures réglementaires qu'elle prendrait en cas de non-respect répété des normes de rendement applicables à Salmonella.

Le vétérinaire/inspecteur en chef (VEC) de l'ACIA doit mener une enquête dans l'établissement afin de vérifier si les tests de dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, y sont effectués conformément aux exigences et si les résultats des tests de dépistage sont évalués correctement. Il doit aussi examiner les actions correctives exécutées par l'exploitant chaque fois que le processus n'est plus jugé comme étant « sous contrôle ». Le VEC doit évaluer ce que fait l'établissement lorsque les valeurs des critères de vérification du processus (CVP) sont dépassées et déterminer si cela est acceptable. Par exemple :

  • si l'établissement dépasse constamment les valeurs des CVP et ne fait rien pour corriger la situation, cela est inacceptable.
  • si l'établissement exécute une action, mais celle-ci est toujours la même et le problème se répète constamment, cela est inacceptable
  • si l'établissement fait des efforts délibérés pour déterminer la cause sous-jacente de ses résultats plus élevés qu'à l'habitude (l'exploitant tente différentes choses mais sans succès), cela est acceptable de façon conditionnelle. L'exploitant doit continuer à chercher une solution qui corrigera la situation d'une manière définitive.

La partie 5 de la Grille d'évaluation de la conformité de base (GECB) doit être remplie par le VEC dans de telles circonstances. S'il répond « Non » à une des questions se trouvant sur la GECB, le VEC doit communiquer avec le vétérinaire spécialiste aux opérations – Exportation des viandes (VSO) ou son substitut. En cas de non-respect des exigences relatives au dépistage, la procédure décrite à la section Q.2 s'applique.

Lorsque les exigences relatives au dépistage sont respectées, mais que l'on constate une incapacité chronique à respecter les CVP, la procédure décrite à la section Q.2 ne s'applique pas; cependant, le VSO ou son substitut , doit envisager d'autres mesures (p. ex., le dépistage de Salmonella par l'exploitant, l'examen du système HACCP par l'ACIA).

T.2.10 Tenue de dossiers

Les résultats des tests de dépistage individuels doivent être consignés en terme d'unités formatrices de colonie par centimètre carré (cfu/cm2) pour les méthodes par épongeage et par excision; et en termes d'unités formatrices de colonie par millilitre (cfu/ml) pour les méthodes de rinçage des carcasses entières. Les résultats doivent être présentés en fonction de la sensibilité minimale du test employé. Zéro ne doit pas être consigné comme résultat. Un tableau ou un diagramme de contrôle du processus peut être utilisé pour enregistrer les résultats et faciliter l'évaluation de ceux-ci.

Les résultats doivent être enregistrés au fur et à mesure qu'ils sont connus et ce, dans l'ordre du prélèvement des échantillons. Les dossiers doivent également comprendre de l'information utile à la détermination des actions correctives requises en cas de problème. On doit indiquer la date et l'heure du prélèvement des échantillons et, s'il y a plus d'une chaîne d'abattage, la chaîne sur laquelle l'échantillon a été prélevé.

Les dossiers de dépistage d'E. coli doivent être conservés dans l'établissement pour une période minimale de douze mois et doivent être fournis à l'inspecteur sur demande.

T.2.11 Activités de vérification par l'ACIA

Les inspecteurs de l'ACIA vérifient que les établissements se conforment aux exigences relatives au dépistage d'E. coli au moyen de la Grille d'évaluation de la conformité de base (SVC) et du Programme d'activités multi-sectorielles (SVC).

Si le vétérinaire en chef découvre qu'un établissement ne fait pas les tests nécessaires et/ou n'enregistre pas ses résultats, les dispositions figurant à la section Q.2 de l'Annexe Q s'appliquent.

En principe, les exigences du FSIS relatives au dépistage d'E. coli visent à assurer que l'exploitant élabore des procédures de dépistage, mène régulièrement des tests sur les carcasses abattues et inscrive ses résultats conformément aux directives de la présente Annexe. Il appartient également à l'exploitant d'élaborer et de mettre en œuvre un plan d'action à la satisfaction du vétérinaire en chef sur réception de résultats dépassant les limites que prévoient les critères de vérification du processus.

Si les résultats indiquent une perte possible du contrôle du processus, le vétérinaire en chef doit vérifier si l'établissement a entrepris ou entreprend les actions correctives indiquées (voir T.2.9). Le vétérinaire en chef doit aussi s'assurer aussi que les procédés d'habillage continuent d'être conformes aux exigences de programme et prendre d'autres mesures d'inspection jugées nécessaires (p. ex., vérifications plus fréquentes aux postes de réinspection des carcasses dans la salle de désossage et/ou d'expédition).

Puisque les critères de vérification du processus ne sont pas des normes, leur non-respect ne peut pas justifier la prise de mesures réglementaires. Cependant, si le vétérinaire en chef constate qu'il arrive souvent à un exploitant de ne pas respecter les critères de vérification du processus et que les actions exécutées par ce dernier ne sont pas efficaces, il doit communiquer avec le directeur, Réseau de programmes, pour l'informer de la situation et discuter avec lui des actions complémentaires indiquées. En pareil cas, il pourrait être nécessaire de mener une inspection en profondeur dans l'établissement.

T.2.12 Figures et illustrations

Figure T.1 Gabarit d'échantillonnage par épongeage pour le bœuf et le porc – Exemple

Figure T.2 Sites d'échantillonnage par épongeage – bœuf, mouton, chèvre et équidé

Figure T.3 Sites d'échantillonnage par épongeage – Porc

Figure T.4 Sites d'échantillonnage par épongeage – Dindon

Figure T.5 Diagramme de contrôle du processus – Exemple

Ces images et descriptions des sites d'échantillonnage sont disponibles auprès des inspecteurs de l'ACIA.

Date de modification :