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Chapitre 7 - Programme de certification des troupeaux à l'égard de la tremblante
7.5 Annexes

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Annexe A : Prélèvement de tissus cérébraux

La tête entière peut être envoyée à l'état frais ou congelé à un laboratoire approuvé.

La tremblante n'est pas considérée comme un pathogène humain. Toutefois, il faut prendre les précautions sanitaires habituellement recommandées contre une vaste gamme d'agents pathogènes. Porter des vêtements de protection, des gants et un masque protecteur pour le prélèvement d'échantillons d'encéphale. Éviter tout contact direct avec les tissus cérébraux. Le personnel qui se trouve sur les lieux où les tissus sont prélevés doit prendre les précautions nécessaires pour éviter d'ingérer l'agent de la maladie.

Des précautions contre la transmission de la maladie aux petits ruminants et à l'environnement sont justifiées. On recommande que la tête de l'animal soit placée sur une toile de plastique jetable. La toile doit être assez grande afin de recouvrir tout l'espace de travail. Puisque les prions sont particulièrement résistants aux méthodes physiques et chimiques conventionnelles de décontamination, consultez l'Annexe E afin de pouvoir utiliser les désinfectants appropriés.

L'image représente une cuillère et un couteau à pamplemousse

Figure 1 - Photo d'exemples de cuillères pour l'obex

Technique de prélèvement de l'obex

Instruments recommandés :

  • couteau d'autopsie pour la désarticulation de la tête (au besoin);
  • cuillère ou couteau pour l'ablation de l'obex; et
  • pinces à dents de souris.

Autres instruments optionnels :

  • scalpel; et
  • ciseaux.

La cuillère ou le couteau destinés à l'ablation de l'obex peuvent être fabriqués avec les ustensiles du service à pamplemousse Jessica de marque Zwilling J.A. Henckels. On peut aussi modifier un couteau à beurre ou une cuillère concave (concavité de 6 mm) assez longue. Le tranchant du couteau doit être aiguisé. Les bords de la cuillère doivent être limés à 22-26 mm dans sa partie la plus large, puis affûtés comme une lame.

Figure 2 – Photo de la tête du mouton sur sa face dorsale pour une orientation appropriée

À l'aide d'un couteau d'autopsie, désarticuler la tête de la carcasse au niveau de l'articulation atlanto-occipitale. Placer la tête sur la table, sur sa face dorsale, le trou occipital (l'ouverture du canal rachidien) face à soi.

En tenant les pinces de la main gauche, saisir la dure-mère (la membrane épaisse recouvrant la mœlle épinière) et avec les ciseaux, tenus dans la main droite, pratiquer une incision le long de la ligne médiane, de façon à former deux rabats. (Cette étape n'est pas obligatoire.) Enlever le sang coagulé autour de la mœlle épinière.

Figures 3 and 4 – Photo de la dissection pour dégager la moelle épinière

Figure 5 - Photo de la dissection pour dégager la moelle épinière

Tout en tenant la dure-mère avec les pinces de la main gauche, séparer les nerfs crâniens de la mœlle épinière. On peut exécuter cette opération avec des ciseaux ou encore avec la cuillère ou le couteau à obex en passant l'un ou l'autre de ces ustensiles autour de la mœlle épinière, le côté plat de la cuillère ou du couteau contre la mœlle (voir la position de la cuillère ou du couteau à obex par rapport à la mœlle épinière sur l'image suivante). Il s'agit de l'étape du dégagement de la mœlle épinière la plus importante. Celle-ci doit être parfaitement libre de toute attache (nerfs crâniens) et ce, dans toutes les directions. Si la mœlle épinière n'est pas assez dégagée, il sera impossible d'aller suffisamment loin vers l'avant pour prélever l'obex ou il manquera l'un des côtés.

Insérer la cuillère ou le couteau à obex, la face vers le bas, dans le canal vertébral et pousser l'ustensile de manière à ce que le bout s'enfonce le plus loin possible dans le crâne. Ainsi, le bout de la cuillère ou du couteau devrait être au-dessus de la partie de la mœlle située immédiatement à l'avant de l'obex et juste derrière les appendices cérébelleux.

Figure 7 - Photo de l'enlèvement de l'obex du canal vertébral

Identification des nerfs du cerveau - Figure 6. Description ci-dessous.

Prélèvement de tissus cérébraux - Figure 6

L'image représente les nerfs crâniens. La liste des différentes parties des nerfs crâniens et autres structures cérébrales principales en commençant du haut vers le bas : le chiasma optique, le nerf trochléaire, le nerf moteur oculaire externe, le nerf vestibulo-cochléaire, le nerf vague, le plexus choroïde, le nerf accessoire. La partie de moelle épinière échantillonnée montrant les nerfs crâniens est identifiée par un rectangle.

Identification des nerfs du cerveau - Figure 8. Description ci-dessous.

Prélèvement de tissus cérébraux - Figure 8

Cette image est le diagramme du canal vertébral et des appendices cérébelleux. La liste des parties du canal vertébral et les appendices cérébelleux en partant du haut à gauche vers le bas à droite : les appendices cérébelleux, le trou occipital, la moelle épinière, le haut du crâne, l'obex et le cervelet.

Saisir la tête et, si l'on est droitier, la tenir dans la main gauche, la face dorsale vers le bas. En poussant vers le bas avec l'index, faire glisser la pointe de la cuillère ou du couteau à obex, en un mouvement de va-et-vient, par-dessus la mœlle épinière pour que celle-ci se sépare du reste de l'encéphale, juste devant l'obex, et derrière les appendices cérébelleux. Faire pivoter le crâne avec l'autre main dans la direction opposée à la cuillère ou au couteau pour faciliter le sectionnement de la mœlle épinière.

Figures 9 et 10 - Photos de la manipulation de la cuillère obex / couteau à obex pour enlever l'obex

Figures 9 et 10 - Photos de la manipulation de la cuillère obex / couteau à obex pour enlever l'obex

Figures 11, 12, 13, 14 - Photos de l'obex après le retrait

À l'aide de la cuillère ou du couteau à obex, retirer délicatement du canal la partie de l'encéphale qui a été sectionnée. L'obex est reconnaissable à sa dépression en forme de V. Il constitue la région la plus importante pour le diagnostic.

Figures 11, 12, 13, 14 - Photos de l'obex après le retrait

Figures 11, 12, 13, 14 - Photos de l'obex après le retrait

Figures 11, 12, 13, 14 - Photos de l'obex après le retrait

Soumission et emballage

Communiquer avec le laboratoire approuvé par l'ACIA auquel les échantillons seront envoyés et demander les instructions relatives à la préparation des échantillons (à l'état frais ou congelé).

On peut congeler les échantillons et les expédier en lots à un laboratoire approuvé par l'ACIA pour l'épreuve ELISA (au besoin).

Puisque le retraçage est crucial lorsqu'un animal est identifié comme positif à la tremblante, il est essentiel de s'assurer que l'échantillon soumis est lié de façon irréfutable au bon animal en enregistrant son numéro d'identification national ou autre identifiant unique. Soumettre la ou les étiquettes d'identification avec 1 cm de tissu adjacent. Le tissu adjacent permettra de vérifier l'ADN si nécessaire.

Les tissus prélevés pour la surveillance de la tremblante peuvent être emballés et expédiés en tant que échantillons animaux exemptés, conformément au Règlement sur le transport des marchandises dangereuses. La méthode d'emballage de base en quatre composantes peut être utilisée. Après fixation, l'échantillon doit être placé dans un premier emballage étanche (par exemple : petit sac en plastique scellable) sur lequel on appose une étiquette. Il doit ensuite être inséré dans un deuxième emballage étanche et robuste avec un matériau pouvant absorber tout le liquide en cas de bris. Le tout doit être placé dans un emballage offrant une protection (p. ex. boîte de carton résistant) contre les dommages matériels externes. La description du contenu sur le bordereau d'expédition du transporteur doit comprendre les inscriptions suivantes : « échantillons animaux exemptés ».

Annexe B : Prélèvement des nœuds lymphatiques rétropharyngiens

Figure 15 - Photos de l'obex et des nœuds lymphatiques rétropharyngiens (NLRP) médiaux

Les nœuds lymphatiques sont soumis avec l'encéphale lors d'échantillonnage dans le cadre du PCTT. Les nœuds lymphatiques rétropharyngiens (NLRP) médiaux sont généralement choisis, mais tout autre nœud lymphatique de la tête ou du cou est acceptable. Les NLRP médiaux sont situés médialement aux os stylo-hyoïdiens, à la surface dorso-latérale des muscles pharyngiens, dorsal à l'artère carotide. Ils sont situés médialement en profondeur et sont rarement enlevés lors des processus habituels d'habillage.

Figure 16 - Photos des NLRP médiaux à l'intérieur de la tête

Instruments recommandés :

  • un couteau à désosser bien affûté;
  • un scalpel;
  • des ciseaux tranchants en acier inoxydable; et
  • des pinces à dents de souris.

Technique :

  1. Placer la tête de l'animal sur la table, sur sa face dorsale.

    Figure 17 – Photo du retrait de la peau de la face ventrale de la mandibule.

  2. Avec votre main libre, saisir le pharynx et le tirer vers soi. Placer le couteau sur la symphyse mandibulaire. En tenant la lame sur la face ventrale de la mandibule, couper en direction caudale. Suivre l'angle dorsal de la mandibule en approchant de son rameau.

    Figure 18 – Photo de la coupe caudale en suivant la mandibule

  3. Couper les os hyoïdes ou les désarticuler.
  4. Les NLRP médiaux se trouvent à l'extrémité caudale du nasopharynx. Placer l'index dans le nasopharynx et le pouce à l'extrémité caudale des muscles pharyngés. Rapprocher le pouce et l'index pour palper un des NLRP médiaux; le noeud opposé se trouve à environ un centimètre médial du noeud palpé. Disséquer les NLRP médiaux des muscles pharyngés adjacents à l'aide de pinces à dents de souris et de ciseaux, d'un scalpel ou d'un couteau.

    Figure 19 - Photo de la localisation des NLRP à l'intérieur de la tête

    Figure 20 - Photo de la localisation des NLRP à l'intérieur de la tête

    (les figures ci-dessus proviennent des lignes directrices pour l'échantillonnage publiées par le USDA (« USDA sampling guide »))

    Approche alternative

  5. Une approche alternative est l'approche caudale. Placer la tête à l'envers (sur sa face dorsale), avec le trou occipital face à soi et le museau pointant dans la direction opposée. Les NLRP médiaux qui se situent en profondeur et entre la base du larynx (trachée) et la base du crâne. Ils sont « enfouis » à l'intérieur d'une zone de tissu conjonctif blanchâtre et sont situés d'un côté ou de l'autre du pharynx, et du haut du cou et de la mâchoire.
  6. À l'aide d'un couteau, pratiquer la première incision vers le haut en partant du dessus du trou occipital jusqu'à la surface. Pratiquer la deuxième incision à partir du même point, en demeurant près de la base du crâne et en déplaçant le couteau vers le bas et la droite, comme pour désosser le tissu. Pratiquer la troisième incision, toujours à partir du même point, mais cette fois en se dirigeant vers le bas et la gauche, toujours en restant près du crâne.
  7. Écarter les deux rabats créés. Une zone de tissu conjonctif blanc et de gras apparaît de chaque côté de l'ouverture. Les NLRP sont encapsulés dans le tissu fibreux blanc.

    Sortir par dissection mousse les noeuds lymphatiques fermes, de couleur beige, enfouis dans le tissu conjonctif blanc.

    Figure 21 - Photo de l'emplacement des NLRP enfouis

    Figure 22 - Photo des NLRP après dissection dans le tissu fibreux

  8. Une fois les échantillons des NLRP prélevés placer les NLRP dans un sac en plastique pour la réfrigération ou la congélation.
  9. Pour les instructions concernant la soumission, se référer à la soumission et emballage pour l'encéphale à l'annexe A.

Annexe C : Prélèvement de sang pour le génotypage

Pour la mise en œuvre du PCTT, les échantillons peuvent être prélevés à des fins de génotypage par un vétérinaire accrédité à cette finou par une tierce partie supervisée par un vétérinaire accrédité à cette fin (p. ex., des étudiants en médecine vétérinaire ou des techniciens vétérinaires). Les moutons génotypés doivent porter les identifiants approuvés et le numéro d'identification officiel (à 15 chiffres) fourni lors de la soumission de l'échantillon.

Figure 23 Photos de ponction veineuse jugulaire chez le mouton

Ponction veineuse jugulaire

Afin de faciliter le prélèvement rapide d'échantillons de sang de plusieurs moutons en un minimum de temps, il est recommandé de ne pas s'évertuer à mettre l'animal sur le dos. Il vaut mieux le laisser debout et l'immobiliser pour la ponction veineuse.

Tout en bloquant l'orifice supérieur du thorax, trouver par palpation ou par approximation l'emplacement de la veine jugulaire et y introduire l'aiguille du Vacutainer.

Pour chaque animal, on utilisera une aiguille uniservice afin d'éviter la contamination croisée d'ADN.

Prélever de 7 à 10 ml de sang dans un tube (à bouchon lilas ou violet) contenant de l'acide éthylènediaminetétracétique (EDTA).

S'assurer que les paramètres d'identification de l'échantillon et de l'animal correspondent de manière irréfutable.

Les échantillons doivent être conservés à 4°C jusqu'à leur expédition. Les envoyer au laboratoire le plus tôt possible. Vérifier auprès de chaque laboratoire s'il a des préférences quant aux conditions et au jour de l'envoi des échantillons.

Échantillons de tissus pour le génotypage

D'autres tissus comme le cerveau et les poils peuvent être utilisés. Vérifiez auprès des laboratoires particuliers afin de connaître leurs préférences de sélection de tissus. Étant donné qu'il faut envoyer au laboratoire la tête ou un échantillon d'encéphale pour le dépistage de la tremblante, il serait plus simple que le laboratoire envoie un échantillon d'encéphale pour le génotypage.

Annexe D : Biopsie du tissu lymphoïde associé à la muqueuse recto-anale

La présente procédure, soit la biopsie du tissu lymphoïde associé à la muqueuse recto-anale (RAMALT), peut être effectuée chez les moutons et les chèvres et est un test de dépistage sur des animaux vivants. Un autre test de dépistage sur des animaux vivants est la procédure de prélèvement des follicules lymphoïdes de la membrane nictitante du mouton. Cette procédure plus difficile est moins utilisée.

Comme les tissus lymphoïdes qu'on prélève peuvent être infectieux et que le site du prélèvement peut, théoriquement, servir de voie de pénétration (tissu rectoanal) à l'agent de la tremblante, il est nécessaire de prendre des précautions pour empêcher la transmission de la tremblante lorsqu'on échantillonne des troupeaux susceptibles d'être une source de l'agent de la maladie.

Les instruments peuvent être manipulés de l'une des façons suivantes :

  • On peut se servir d'instruments à usage unique qu'on jette après les avoir utilisés pour un seul animal.
  • On peut utiliser des instruments à usages multiples désinfectés à l'aide d'un produit et suivant un protocole reconnus pour leur efficacité contre les prions (Voir Annexe E).
  • On peut également, pour chaque prélèvement, déposer les pinces et ciseaux utilisés dans un sac portant les paramètres d'identification de l'animal échantillonné et les garder jusqu'à ce que les résultats des épreuves soient connus. Si, pour un animal particulier, les résultats se révèlent positifs, il est recommandé de jeter la trousse d'instruments correspondant à cet animal. Si, par contre, les résultats sont négatifs, les instruments correspondants peuvent être désinfectés suivant le protocole habituel et réutilisés normalement.

Technique

Une personne doit se charger d'immobiliser l'animal en le maintenant appuyé contre un mur ou dans un coin.

Vérifier l'identification de l'animal. S'il s'agit d'un mouton, vérifier également que son génotype est QQ en 171.

On peut appliquer, avec un doigt ganté, une crème anesthésique/analgésique (lidocaïne et prilocaïne) sur la muqueuse de la partie distale du rectum. On peut utiliser, par exemple, de l'EMLA (mélange eutectique d'anesthésiques locaux); il s'agit d'une émulsion huile/eau d'un mélange eutectique à parts égales de crèmes à base de lidocaïne et de prilocaïne produit par AstraZeneca Canada Inc. La lidocaïne et la prilocaïne, deux substances solides à la température ambiante, constituent un mélange eutectique sous forme d'huile dont le point de fusion est 16°C. Si le prélèvement est fait à l'aide d'un spéculum rectal, avant de l'introduire dans le rectum, appliquer une quantité généreuse de crème analgésique, celle-ci ayant aussi des propriétés lubrifiantes. Laisser la crème analgésique/anesthésique agir pendant environ cinq minutes.

Figure 24: Photo de l'insertion du  spéculum dans le rectum

Palper/visualiser la jonction recto-anale. Les échantillons doivent être prélevés à environ 1-2 cm avant cette jonction (partie proximale). Les meilleurs sites de prélèvement comprennent les surfaces dorso-latérale (à 10 et à 2 heures) et ventrolatérale (à 4 et à 8 heures) de la muqueuse. Prélever des tissus aux emplacements situés à 10 et à 2 heures et, au besoin, à 4 et à 8 heures. Éviter la voûte et le plancher (6 et 12 heures). Au moyen de pinces, soulever la muqueuse/crypte de manière à former une « tente » de tissu. Exciser cette tente à l'aide de ciseaux.

Figure 25 - Photo de biopsie de la muqueuse rectale

Figure 26 - Photos de biopsie de la muqueuse rectale

Placer l'échantillon prélevé par biopsie dans une cassette étiquetée doublée d'un tampon de biopsie (c.-à-d., Leica Microsystems – 1 x 1,25; catalogue no 3801000).

Figure 27 – Photo d'un exemple de la  cassette étiquetée doublée d'un tampon pour biopsie

Figure 28 – Photo du placement l'échantillon de muqueuse rectale prélevé par biopsie dans une cassette

Placer la ou les cassettes dans un contenant étanche avec du formol tamponné à 10 % à pH neutre pour la fixation (voir les notes ci-dessous), le ratio tissus/formol étant de 1:10. Envoyer le ou les échantillons à un laboratoire approuvé pour le dépistage de la tremblante sur des biopsies des tissus lymphoïdes associés à la muqueuse recto-anale grâce à l'immunohistochimie

Remarques :

  • En cas de soumission de tissus formolés prélevés par biopsie du tissu lymphoïde associé à la muqueuse recto-anale, l'échantillon (ou les échantillons) doit être fixé dans le formol pendant au moins 24 heures, mais pas plus de 5 jours selon la taille de l'échantillon. La pénétration du formol est d'au moins 5 mm d'épaisseur de tissu par jour et doit être selon un ratio de 1 h 10 (tissus/formol). Les échantillons doivent être soumis à un bureau de district de l'ACIA dans les 2 jours de la fixation.
  • Ne jamais utiliser de marqueur permanent pour étiqueter les cassettes, car l'encre risque de s'étaler et de disparaître au cours du traitement. Un crayon HB no 2 (ou un marqueur pour histologie résistante à l'alcool) convient le mieux à l'étiquetage des cassettes.
  • Les contenants qui sont appropriés pour la procédure de fixation doivent être propres, exempts de débris, étanches, pouvant être scellés, en plus de permettre un accès facile aux cassettes. Pour obtenir un ratio tissus/formol adéquat, placer environ 20 cassettes dans un contenant de 500 ml et 30 cassettes dans un contenant de 750 ml. Des contenants pour histologie répondant aux paramètres nécessaires des contenants de fixation d'échantillons sont disponibles chez Starplex Scientific® d'Etobicoke, en Ontario.

Annexe E : Précautions sanitaires et désinfectants

L'agent de la tremblante n'est pas considéré pathogène pour l'homme. Il faut toutefois prendre les précautions sanitaires habituellement recommandées contre les agents pathogènes. Porter des vêtements de protection, des gants et un masque protecteur pour le prélèvement d'échantillons d'encéphale et des nœuds lymphatiques. Éviter tout contact direct avec les tissus cérébraux et les tissus lymphoïdes. Le personnel qui se trouve sur les lieux où les tissus sont prélevés doit prendre les précautions nécessaires pour éviter d'ingérer l'agent de la maladie.

Les prions sont particulièrement résistants aux méthodes physiques et chimiques conventionnelles de décontamination. Les désinfectants habituels comme le Virkon ne sont pas efficaces contre les prions. Les instruments et les surfaces doivent être désinfectés avec soit de l'hypochlorite de sodium ou de l'hydroxyde de sodium. Les protocoles recommandés comprennent :

Il est recommandé de déposer la tête de l'animal sur une toile de plastique jetable. La toile doit couvrir toute la surface de travail. Les gants et les vêtements de protection jetables utilisés et les restes d'animaux doivent être enfouis ou incinérés.

Instruments

Les instruments et le matériel réutilisables doivent demeurer humides entre le moment où ils sont exposés à du matériel infectieux et leur nettoyage et décontamination ultérieurs.

  • Instruments sensibles à la chaleur : Nettoyer à fond, faire tremper dans une solution de chlore disponible à 2 % ou 2N NaOH pendant 1 heure à 20 °C;
  • Instruments non sensibles à la chaleur : Nettoyer à fond, passer à l'autoclave à 134 °C pendant 1 heure ou nettoyer à fond, faire tremper dans une solution de NaOH 1N ou de chlore disponible à 2 % pendant 1 heure, rincer à l'eau, et chauffer à l'autoclave à 121 °C pendant 1 heure.

Surfaces :

  • Nettoyer à fond, puis asperger les surfaces d'une solution de 2 % de chlore disponible pendant 1 heure à 20 °C, puis rincer à l'eau; ou
  • Nettoyer à fond, puis asperger les surfaces d'une solution de NaOH 2N pendant 1 heure à 20 °C, puis rincer à l'eau.

Produits chimiques

  • Il est possible de se procurer de l'hydroxyde de sodium (NaOH) en cristaux (chez Fisher Scientific par exemple). Pour obtenir une solution de NaOH 2 molaires, dissoudre 80 grammes de cristaux de NaOH dans un litre d'eau et bien remuer.
  • La solution d'hypochlorite de sodium (NaOCl) peut être préparée avec de l'eau de Javel de qualité industrielle ou commerciale (Javex, par exemple). Diluer l'eau de Javel jusqu'à une concentration finale de 2 % (20 000 ppm) de chlore actif. Par exemple, sachant que la teneur en chlore actif (indiquée sur l'étiquette) de la plupart des marques d'eau de Javel du marché est de 6 %, mélanger une partie d'eau de Javel à 6 % avec deux parties d'eau (rapport 1:2) pour obtenir la concentration voulue (2 %) de chlore actif.

Annexe F : Nettoyage et désinfection d'un lieu

Le nettoyage et la désinfection (N et D) d'un lieu sont applicables dans certaines situations lorsqu'un troupeau du PCTT possédant un statut de niveau D ou supérieur se déplace vers un nouveau lieu et désire garder ce statut. Les propriétaires qui n'entreprennent pas de faire approuver les activités de N et D requises, n'auront pas le droit de conserver leur statut. Des détails sont fournis dans la section 2 des Normes nationales du PCTT.

Si le nettoyage et la désinfection des lieux sont nécessaires, les activités doivent être supervisées par le vétérinaire accrédité et suivre un protocole de désinfection approuvé comme suit :

  • Le nettoyage et la désinfection s'appliquent aux structures où des petits ruminants ont été gardés (à l'intérieur ou à l'extérieur) ou ont mis bas.
  • Enfouir ou composter la litière, le fumier et les déchets de ces zones d'habitat ou de mise bas. Si le compostage est choisi comme méthode, le matériel est composté pendant six mois et ensuite éliminé sur un terrain auquel ni moutons ou chèvres ont accès.
  • Retirer le sol de surface (d'un à deux pouces plus profond que l'endroit où la surface se brise) des zones extérieures déterminées d'agnelage, de mise bas ou d'habitat, puis en disposer sur des terres auxquelles les moutons et les chèvres n'ont pas accès.
  • Retirer les débris organiques, puis désinfecter superficiellement les structures de béton, de métal et de bois qui ont été en contact avec les petits ruminants, y compris les bacs d'eau et les abreuvoirs, à l'aide d'une solution d'hypochlorite de sodium (à une concentration de 2 % de chlore actif) ou d'hydroxyde de sodium (NaOH à une concentration de deux molaires). (Voir Annexe E.)
  • On suggère que le vétérinaire accrédité du troupeau approuve le nettoyage avant de procéder à la désinfection. Ceci permet de répéter le nettoyage, s'il ne s'est pas avéré adéquat, sans avoir à répéter l'étape plus difficile et dangereuse de la désinfection.

Annexe G : Liste des laboratoires

Laboratoires approuvés par l'ACIA pour le génotypage à l'égard de la tremblante

Animal Health Laboratory – (disponible en anglais seulement)
Division des services de laboratoire
Université de Guelph
419, rue Gordon, Édifice 89
C. P. 3612
Guelph (Ontario) N1H 6R8
Téléphone : 519-824-4120 (poste 54530)
Télécopieur : 519-8270961

USDA Laboratories - PDF (7 ko) – (anglais seulement)
Les laboratoires approuvés par le département de l'Agriculture des États-Unis (USDA) pour le génotypage à l'égard de la tremblante sont également approuvés par la Division de la santé des animaux terrestres de l'ACIA en ce qui concerne l'exportation et l'analyse de certification des troupeaux. La liste actuelle des laboratoires approuvés par l'USDA pour le génotypage à l'égard de la tremblante se trouve sur le site Web du Animal and Plant Health Inspection Service de l'USDA sous la rubrique Approved Laboratories for Genotype Testing – (disponible en anglais seulement).

Laboratoires approuvés par l'ACIA pour le dépistage de la tremblante à l'aide du test Bio-Rad ELISA

Alberta Agriculture and Forestry
Agri-Food Laboratories Branch – (disponible en anglais seulement)
TSE Laboratory
6909 - 116e rue
Edmonton (Alberta) T6H 4P2
Téléphone : 780-422-4830
Télécopieur : 780-415-4527

Animal Health Laboratory – (disponible en anglais seulement)
Division des services de laboratoire
Université de Guelph
419, rue Gordon, Édifice 89
C. P. 3612
Guelph (Ontario) N1H 6R8
Téléphone : 519-824-4120 (poste 54530)
Télécopieur : 519-8270961

Prairie Diagnostic Services Inc. – (disponible en anglais seulement)
59, rue Campus
Saskatoon (Saskatchewan) S7N 5B4
Téléphone : 306-966-7316

Ministère de l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation (MAPAQ)
Laboratoire d'épidémiosurveillance animale du Québec
3220, rue Sicotte
Saint-Hyacinthe (Québec) J2S 7X9
Téléphone : 450-778-6542
Télécopieur : 450-778-6535

Remarque : Des échantillons peuvent aussi être envoyés au Laboratoire d'Ottawa (Fallowfield), de Lethbridge ou de Saint-Hyacinthe par l'entremise d'un bureau de district de l'ACIA dans le cadre du Programme national de surveillance de la tremblante.

Laboratoires approuvés par l'ACIA pour le dépistage de la tremblante sur la biopsie des tissus lymphoïdes associés à la muqueuse recto-anale grâce à l'immunohistochimie

Le Laboratoire d'Ottawa (Fallowfield) de l'ACIA est actuellement le seul laboratoire effectuant le test d'immunohistochimie (IHC). Les échantillons doivent être envoyés au Laboratoire d'Ottawa (Fallowfield) par l'entremise d'un bureau de district de l'ACIA. Les échantillons doivent être soumis dans les 2 jours de la fixation. Contactez votre bureau de district pour planifier un envoi et obtenir plus d'informations.

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